Případ jersiniózy v intenzivním chovu pstruha duhového

J. BZDIL Státní veterinární ústav Olomouc Veterinářství 2005;55:26

SOUHRN
Na počátku července roku 2004 bylo na naše pracoviště doručeno devět pstruhů duhových (Oncorhynchus mykiss) s podezřením na anoxii. Kromě ryb byly doručeny i dva vzorky vody z chovné nádrže. V anamnéze chovatel uvedl, že příznaky se objevují jen u menšího množství ryb a projevují se letargií, ztmavnutím povrchu těla a oslepnutím. Postižené ryby se údajně hromadí u odtokového kanálu a nepřijímají potravu. Již při patologickoanatomickém vyšetření byly zjištěny změny svědčící pro onemocnění infekčního původu. Bakteriologickým kultivačním vyšetřením byla z orgánů izolována a biochemickými testy potvrzena přítomnost Yersinia ruckeri, původce enteric redmouth disease (dále jen ERM). Nedostatek kyslíku, zvýšený obsah amonných iontů, ani vysoký obsah organických látek ve vzorcích vody nebyl potvrzen. Přeléčení bylo provedeno přípravkem Enroxil 5% prm. ad us.vet. v dávce 12 mg/kg hmotnosti ryb. Léčba trvala pět dní a již po třech dnech došlo k vymizení příznaků onemocnění a k výraznému snížení úhynů.

SUMMARY
Nine rainbow trouts ( Oncorhynchus mykiss) with suspected anoxia were sent to our laboratory at the beginning of July 2004. In addition to the fishes, we received two water samples from the brood tank. According to owner´s history, the symptoms appeared only in a minority of fish by lethargy, darker body surface and blinding. The affected fish gathered at the discharge duct and did not eat. Pathological-anatomical findings indicated infectious disease. Yersinia ruckeri, the aetiological agent of enteric redmouth disease (ERM) was isolated and confirmed from organs by means of bacteriological culture and its presence was confirmed by biochemical testing. Lack of oxygen, increased ammonium content or high content of organic matters in the water samples were not confirmed. Treatment with Enroxil 5% prm. a.u.v. at doses of 12 mg/kg of live weight of the fish lasted five days. The symptoms of disease disappeared and mortality decreased significantly as early as three days after treatment.

Onemocnění bylo poprvé popsáno Ruckerem v roce 1950 u ryb pocházejících z údolí Hagermen ve státě Idaho (USA).1 Ze Spojených států se onemocnění šířilo do Austrálie, kde bylo poprvé popsáno v roce 1977 (Bullock a kol.).1 V roce 1979 byl původce nazván Yersinia ruckerii (Bush a kol.).1 V České republice bylo onemocnění poprvé popsáno v roce 1980.1 V odborných kruzích je ERM známo též jako bakteriální hemoragická septikémie.
ERM se nejčastěji vyskytuje u pstruha duhového (Oncorhynchus mykiss), může se však vyskytnout i u dalších salmonidů (pstruh, losos, siven),2 onemocnět mohou i střevle, jeseteři, kambaly a síhové. Původce lze izolovat rovněž z jiných druhů ryb, které však neonemocní, ale mohou být zdrojem infekce. Experimentálně se původce podařilo přenést na sumce a plotice. Zdrojem onemocnění mohou být i jiná zvířata, např. ondatry, poštolky, krůty, rackové, příp. další rybožraví ptáci; v literatuře najdeme zmínky také o racích. Dalším zdrojem může být říční voda, kaly, splašky, odpady rybích zpracovatelských podniků i člověk.3, 4
Původce
Yersinia ruckeri je gramnegativní fakultativně anaerobní tyčinka patřící do rozsáhlé čeledi Enterobacteriaceae. Ve starších kulturách může vytvářet i vláknité formy. Teplotní optimum růstu je zhruba 22 – 25 °C, obvykle naroste i při 37 °C. Při teplotách do 30 °C vytváří peritrichní bičíky, které jí umožňují pohyb, při teplotách nad 30 °C bičíky netvoří a je nepohyblivá. Ke kultivaci obvykle používáme obyčejný krevní agar, TSA (trypton soya agar), slaběji naroste i na EA (Endův agar), některé prameny uvádí možnost kultivace i na další půdy (McConkey, některé selektivní půdy pro Yersinia enterocolitica, Mueller-Hinton agar aj.). Po biochemické stránce je Y. ruckeri málo aktivní. Za zmínku stojí pozitivní katalázová a negativní oxidázová reakce, pozitivní je zkvašování glukózy
(při teplotách do 25 °C může tvořit i plyn), manitolu, lyzinu, ornitinu, pozitivní bývá O-F a také ONPG test.
Vytváří O, H a K antigeny. Pro diagnostiku využíváme O antigenů, pomocí kterých lze druh rozdělit do šesti sérologických skupin označených O:1 – O:6 a šesti sérovarů I – VI. Nejpočetnější skupinou je skupina O:1 a serovary I a III. V našich podmínkách se nejčastěji objevují seroskupiny O:1 a O:2. Skupiny O:3 – O:6 jsou typické pro americký kontinent.3
Vlastní onemocnění
Inkubační doba trvá asi tři až sedm dní a propuknutí nemoci bývá závislé na několika zásadních faktorech, nejčastěji na teplotě vody,5 na přítomnosti virulentního kmene v prostředí, na stresu a v návaznosti na to i na přítomnosti většího množství sérového amoniaku a dalších metabolických produktech i na kvalitě ekosystému (zvýšená přítomnost organických látek ve vodě a teplota vody
13 – 15 °C). Při vzájemné souhře všech výše uvedených faktorů bývají ztráty nejvyšší. Yersinióza může probíhat ve formě akutní (septikemické) a chronické,5 která se prezentuje typickými příznaky ERM. U akutních infekcí bývají ztráty nejvyšší, u chronických infekcí jsou sice ztráty nízké, ale u části populace se objevuje bacilonosičství. Po stresu může dojít k plnému propuknutí onemocnění. Nejvnímavější k onemocnění jsou ryby do jednoho roku stáří, ztráty bývají zaznamenávány i u čerstvě vykuleného plůdku. Ztráty u ryb dosahují až 30 – 35 % obsádky.2
Výskyt onemocnění (počet izolátů) v ČR za posledních pět let je znázorněn v grafu 1.6
Diagnostika
V průběhu klinického vyšetření můžeme pozorovat zhoršení výživného stavu, apatii, anorexii, ztmavnutí kůže, zarudnutí okolí ploutví, exoftalmus, krváceniny na sliznici patra a na žábrech, hromadění postižených ryb u odtoku z nádrže a zvýšení úhynu. Vyšetření krve odhalí leukocytózu, retikulocytózu, snížení hematokritu, objemu plazmaproteinu a hemoglobinu až o 50 %.3
Patologickoanatomickým vyšetřením zjišťujeme překrvení sliznice patra a žaber, někdy bývá překrvená i kůže v okolí tlamky, operkula, také v průběhu linea alba a při bázích ploutví. Petechie lze objevit na žábrech a sliznici patra. Další změny nacházíme na serózách a v dobře vaskularizovaných orgánech. Játra, slezina a ledviny bývají překrvené s mnohočetnými krváceninami v parenchymu i pod pouzdrem. Krváceniny nalézáme i ve stěně plynového měchýře v gonádách a také na serózách. Stěna střeva bývá edematózně prosáklá, překrvená a v luminu středního a koncového úseku trávicího traktu se nachází nažloutlá kašovitá až mukózní hmota. Akutní septická forma může probíhat asymptomaticky. Histologickým vyšetřením nalézáme mnohočetné petechiální krváceniny a degenerativně nekrotické změny v parenchymatózních orgánech. Barvením dle Gramma lze objevit i shluky gramnegativních bakterií. Pro stanovení diagnózy je vždy nutné izolovat a potvrdit původce. Navíc lze provést sérotypizaci kmene pomocí sklíčkové aglutinace. Literární prameny se zmiňují o diagnostice pomocí metod PCR a ELISA.3

Terapie
Yersinia ruckeri reaguje dobře na léčbu tetracykliny, potencovanými sulfonamidy, přípravky na bázi kyseliny oxolinové nebo na chinolony či tiamulin, nicméně je nutno upozornit na nutnost ověření citlivosti původce laboratorními testy v mikrobiologické laboratoři.
Před léčbou je nutné se přesvědčit, zda je zvolené léčivo v ČR pro léčbu ryb registrované a povolené. Léčbu je někdy nutné opakovat.
Literárně doporučené terapeutické dávky u vybraných léčiv:
Oxytetracyklin 50mg/kg živé hmotnosti ryb po tři dny,5
TribrissenR 1mg/kg živé hmotnosti ryb po dobu 14 dní,5
Kyselina oxolinová 10mg/kg po dobu deset dnů.5
Léčiva je nutné v intenzivních chovech podávat perorálně v krmivu.
Prevence: 1) Zabránit přehuštění obsádek a tím i stresu, který může onemocnění iniciovat.
2) Maximálně omezit manipulaci s rybami.
3) Nakupovat generační ryby, nebo násadu jen z ověřených chovů.
4) Zabránit překrmování ryb.
5) Pokud možno, udržet teplotu vody pod hranicí 13 °C.
6) Zajistit vysokou kvalitu vody v nádrži.
7) Pokud je to možné, zajistit přísun vody z vlastního zdroje.
8) Zamezit přístupu rybožravého ptactva a savců do areálu odchovny.
9) V rizikových chovech je možno provést vakcinaci ryb.
10) Provádět pravidelné laboratorní vyšetření uhynulých kusů.

Popis případu
Anamnéza
Ryby jsou chovány v nádrži o rozměrech 9 x 6 x 2 m (108 m3). Obsádka v této nádrži čítá asi 6000 kusů á 250 g , tedy asi 1500 kg. Provzdušňování vody v nádrži je prováděno aerátorem a množství kyslíku u přítoku je 9,5 – 11 mg/l, u odtoku pak 6 – 7 mg/l vody. Teplota vody se pohybuje v průběhu dne mezi 15 a 19 °C. Voda je odebírána přímo z blízké vodoteče. Ryby jsou krmeny krmnou směsí TROCCO Supreme s 22 % tuku v dávce 9 kg/den rozdělené do dvou dávek, ráno a večer.
Onemocnění začalo na počátku července roku 2004 a prezentovalo se zvýšeným úhynem (z 6000 kusů uhynulo denně 5 – 10 kusů ryb) za příznaků ztmavnutí těla, apatie, inkoordinace pohybů, inapetence a zákalu rohovky až oslepnutí. Chovatel si také všiml edematózního prosáknutí vnitřních orgánů uhynulých ryb. Za zmínku stojí i fakt, že letošní počátek léta byl poměrně chladný, s velkými denními teplotními výkyvy, což může být jedním ze stresujících faktorů. Rovněž nižší intenzita denního světla může vyvolat zhoršení imunitní odpovědi ryb na infekci.
Vyšetření
Celkem bylo vyšetřeno devět ryb, byla provedena pitva a bakteriologické vyšetření na základní a selektivní půdy používané pro Enterobacteriaceae. Izolované kmeny byly konfirmovány komerčními biochemickými testy (ENTEROTEST 24 – firmy LACHEMA Brno). Inkubace probíhala při teplotách 22 a 37 °C po dobu 24 a 48 hodin. Citlivost vůči antimikrobním látkám byla stanovena standardní diskovou difuzní metodou s použitím testačních disků firmy OXOID.
Parazitologicky byly vyšetřeny nativní preparáty z kůže, sliznic a z parenchymatózních orgánů. Histologické vyšetření bylo provedeno parafinovou technikou a následným barvením hematoxylin–eozinem. Pro vyšetření byly odebrány tkáně mozku, žaber, hepatopankreatu, ledvin, sleziny a kosterní svaloviny. Všechna výše uvedená vyšetření byla provedena dle platných standardních operačních postupů SVÚ Olomouc. Při chemickotoxikologickém vyšetření byla použita metoda spektrometrická (amoniakální dusík, dusitany, dusičnany), metoda titrační (organické látky, chloridy, množství rozpuštěného kyslíku) a metoda elektrometrická (pH).
Patologickoanatomický nález
Všechny postižené ryby měly nápadně tmavý povrch těla a silně zahleněnou kůži a žaber čirým, vazkým a opaleskujícím hlenem. Bylo zjištěno lehké překrvení urogenitální papily. Žábra měla světle třešňověčervenou barvu s hyperemií bází primárních žaberních lístků, které byly edematózně prosáklé s petechiemi. V žaberní dutině byl čirý vazký narůžovělý hlen promísený v některých případech s krví a drobnými krevními sraženinami. Sliznice byly viditelné a měly růžovošedou barvu. Sliznice patra byla hyperemická s výskytem petechiálních krvácenin. Sliznice hltanu a jícnu byla beze změn. Pod epikardem byly zaznamenány ojedinělé krváceniny. Hepatopankreas byl zvětšený, barvy šunky, s mnohočetnými petechiálními až makulózními krváceninami dodávajícími orgánu mramorovitý vzhled. Žlučový měchýř byl ochablý, zpola naplněný žlutavou žlučí. Ledviny nebyly zvětšené, ale měly třešňovočervenou barvu a byly edematózně prosáklé. Slezina byla výrazně zvětšená se zaoblenými okraji temně červené barvy o délce 3 – 3,5 cm. Plynový měchýř byl bez patologického obsahu, ve stěně plynového měchýře byly zjištěny četné petechiální krváceniny, stejně tak i na serózách. Stěna střeva byla hypermická, v luminu střeva jsme našli menší množství žlutavého, kašovitého až hlenovitého obsahu. V trávicím traktu nebylo žádné krmivo. Gonády byly beze změn.

Parazitologický nález
Parazitologický nález se zaměřením na ektoparazity a endoparazity byl negativní.

Histologický nález
Zánět žaber doprovázela vakuolizace respiračního epitelu, zmnožení eozinofilních buněk při bázích sekundárních žaberních lístků a krvácení ze žaber. U ryb byl dokumentován tumor sleziny, hyperemie a edém parenchymu sleziny a infiltrace leukocyty s převahou granulocytů. V ledvinách byl hnisavě nekrotický zánět a ložiskové degenerativně nekrotické změny v epitelu vývodných kanálků ledvin i glomerulů. Hepatopankreas byl hyperemický, s četnými krváceninami a leukocytárními infiltráty v parenchymu s převahou granulocytů. Hyperemická a edematózní kosterní svalovina s ojedinělými hemoragiemi a leukocytárními infiltráty. Podobné změny byly zjištěny u některých jedinců i v mozku.
Bakteriologický nález
Bakteriologickým vyšetřením byla ze střeva a parenchymatózních orgánů izolována Yersinia ruckeri v silné intenzitě. Kmen nejlépe rostl na obyčejném krevním agaru, slaběji na Endově agaru a XLD. Na krevním agaru rostly při 37° C a 24hodinové inkubaci našedlé průsvitné kolonie se slabým sperminovým až lehce fekálním zápachem o velikosti 0,1 – 1 mm a při 22 °C až 2 mm velké kolonie s výraznějším šedobílým středem bez hemolýzy. Na Endově agaru jsme pozorovali po 24 hodinách při 37 °C výrazně růžové kolonie o velikosti zhruba 0,1 – 0,5 mm, průsvitné, s nevýrazným sirným zápachem. Při 22 °C byly kolonie po 24 hodinách větší (asi 0,5 – 2 mm), s mírným karmínovým leskem v šikmo dopadajícím světle. Na XLD byl nárůst kolonií při 37 °C po 24 hodinách velmi slabý. Růžové kolonie dosahovaly velikosti jen asi 0,1 mm, větší nárůst byl zaznamenán při teplotě 22 °C. Velikost kolonií zde dosahovala až 2 mm a kolonie měly růžovou barvu s jemným kovovým leskem v šikmo dopadajícím světle. Zápach kolonií na XLD byl nevýrazný, připomínal spíše zápach média. V preparátu byly viditelné drobné gramnegativní tyčky se sklonem k bipolaritě, samostatné, ve dvojicích nebo v krátkých řetízcích. Tyčky měly rozměr asi 1,5 – 3 x 1 µm. Biochemické vlastnosti kmene a citlivost vůči antibiotikům dokládají přiložené tabulky.

Diagnóza
Případ byl uzavřen jako ERM.

Terapie
Ryby byly léčeny pomocí Enroxilu 5% prm. ad us.vet. v dávce 12 mg/ kg ž. hm. po dobu pět dní. Přípravek byl přidán do krmiva po jeho předchozím promísení s rostlinným olejem. Již v průběhu prvních tří dnů po započetí léčby vymizely příznaky onemocnění a téměř vymizel úhyn. Chovateli byla doporučena preventivní opatření spočívající v dodržování základních hygienických pravidel, v dezinfekci nástrojů a zařízení chovu, ve vybudování vlastního zdroje vody a v zamezení přístupu rybožravých ptáků a dalších volně žijících živočichů do areálu odchovny. Kromě toho bylo navrženo pravidelné vyšetření nově zakoupené násady a ryb v průběhu turnusu.

Diskuse a závěr
Onemocnění mohlo v chovu propuknout v důsledku shody některých zásadních okolností, které je třeba zrekapitulovat.
Pro vznik jakéhokoliv infekčního onemocnění jsou nutné tři základní faktory, které tvoří tzv. epizootologický řetězec. Prvním faktorem je přítomnost infekčního agens v prostředí, druhým faktorem je způsob přenosu (přítomnost vektoru) a třetím pak existence vnímavého jedince. Nutno však podotknout, že každý z výše uvedených článků epizootologického řetězce bývá ovlivněn řadou vnějších a vnitřních vlivů a snažíme li se vnímat problém holisticky, nelze tyto vlivy opomenout.
Z vnějších vlivů je to např. působení změn v ekosystému, kam můžeme zařadit změny klimatické, antropogenní, dietetické aj.; mezi vnitřní faktory patří genetické, metabolické, psychosomatické aj. vlivy.
Všechny tyto vlivy mohou být na sebe vázané a vzájemně se mohou ovlivňovat, potencovat nebo naopak tlumit a vylučovat. Vytvářejí až neuvěřitelnou stavebnici, kde změnou jednoho stavebního prvku bývá ovlivněno několik prvků jiných a v některých případech i sebemenší změna v této stavebnici může být tak významná, že může spustit lavinu onemocnění. Právě náš případ ERM je toho typickým příkladem.

Literatura:
1. Csefay F., Zajíček J. Výskyt nového onemocnění pstruhů duhových v ČSR. Veterinářství 1989;39 (8):342-343.
2. Čítek J., Svobodová Z., Tesarčík J. Nemoci sladkovodních a akvarijních ryb.(Třetí nezměněné vydání). Informatorium; Praha, 1998:112-113.
3. Inglis V., Roberts R. J., Bromage N. R. Bacterial diseases of fish. Blackwell Science Ltd.; Cambridge, 1993:80-100.
4. Noga E. J. Fish diseases. Diagnostic and Treatment. Mosby; St. Louis, Missouri 1996:152-153.
5. Navrátil S., Svobodová Z., Lucký Z. Choroby ryb. VFU Brno, 2000:41-42.
6. Údaje Informačního centra SVS ČR Liberec.

Adresa autora:
MVDr. Jaroslav Bzdil
Státní veterinární ústav Olomouc
Jakoubka ze Stříbra 1
779 00 Olomouc

Komentáře ke článku 1

  • Petr

    Dobrý den ,
    ještě odpvídáte na dotazy
    mám problém s chovem pstruhů a všechny příznaky nasvědčují tomu co popisujete ve vašem článku
    Děkuji KLÁZAR

Napsat komentář

Vaše emailová adresa nebude zveřejněna. Vyžadované informace jsou označeny *