O. MELTER,1,2 H. KINSKÁ1
1Labvet, veterinární laboratoř, Praha,
2Státní zdravotní ústav, Praha
Veterinářství 2006;56:39-43.
SOUHRN
Infekce, které způsobuje gramnegativní bakterie B. henselae z čeledi Bartonellaceae, se projevují lymfadenitidou (nemoc z kočičího škrábnutí) nebo jinými klinickými příznaky (bakteriemie, bacilární angiomatóza, endokarditida, pelióza, meningititida atd.). I kontakt s klinicky zdravou kočkou nebo poranění způsobené takovým zvířetem představuje rizikový faktor vzniku onemocnění u člověka. Diagnostika u člověka vychází z kultivačního průkazu původce, stanovení signifikantního titru specifických protilátek, imunocytochemického průkazu bakterií v postižené tkáni a specifickým restrikčním profilem určitého genu amplifikovaného z klinického materiálu nebo izolovaného mikroorganismu. Lékem volby je doxycyklin nebo erytromycin. Infekce může mít dlouhodobý nebo recidivující průběh, u imunokompetentních osob však většinou dochází ke spontánnímu uzdravení, i když nejsou léčeny. U imunodeficitních pacientů nemoc progreduje a případně končí smrtí, ale díky včasné diagnóze a cílené terapii lze mortalitu snížit na minimum.
SUMMARY
Infections in humans caused by B. henselae, gramnegative bacteria of the family Bartonellaceae, are characterised by lymphadenitis (cat scratch disease) or other clinical signs (bacteriaemia, bacillary angiomatosis, endocarditis, peliosis, meningitis, etc.). Even contact with clinically healthy cat or injury caused this animal is considered as a risk factor for infection in man. Diagnostic in man is based on culture of the causative agent, determination of significant titre of specific antibodies, immunocytochemical detection of bacteria in affected tissue, and specific restriction profile of certain gene amplified from clinical material or isolated microorganism. The drug of choice is doxycycline or erythromycin. The infection may have progressive or recurrent course, but immunocompetent patients usually recover without therapy. In immunodeficient patients the disease proceeds and eventually ends in death, but mortality can be minimized, thanks to early diagnosis and aimed therapy.
Charakteristika
Gramnegativní bakterie Bartonella henselae z čeledi Bartonellaceae, je původcem onemocnění člověka, které se klinicky projevuje lymfadenitidou, bakteriemií nebo postižením kůže a orgánů. Velikost genomu bartonel je 1700 – 2200 kbp a obsah G+C je 38,5 – 41 %.1 Rezervoárem infekce člověka může být klinicky zdravá kočka, i když třetina pacientů v anamnéze kontakt s kočkou neuvádí. Podle posledních informací mohou kočky s bakteriemií rovněž trpět klinickými příznaky infekčního onemocnění (přechodné horečky, zvětšení mízních uzlin, postižení oka – konjunktivitis, keratitis, rohovkové vředy a choriorenitida).2
Klinické příznaky
Jediným zástupcem rodu Bartonella byla až do roku 1993 B. bacilliformis. Jde o původce fatálního endemického onemocnění v peruánských Andách, které probíhá jako horečnaté (Oroya fever) nebo kožní onemocnění (Verruga peruana). Původce kultivoval v roce 1926 Barton.3,4 Od roku 1993 se počet druhů rodu Bartonella rychle rozšiřuje a v současnosti je známo čtrnáct druhů. Některé z nich mohou být původci onemocnění člověka: B. henselae, B. quintana, B. elizabethae, B. clarridgeiae, B. koehlerae, B. vinsonii subsp. berkhoffii a subsp. arupensis.1,4-8 Ostatní druhy Bartonella spp. byly izolovány pouze ze zvířat a vzhledem ke krátkému časovému období od jejich průkazu je předčasné hodnotit jejich význam pro etiologii infekčních onemocnění člověka. Infekce člověka způsobuje nejčastěji B. henselae.
Lymfadenitidy. Onemocnění z kočičího škrábnutí (Cat Scratch Disease – CSD), které bakterie nejčastěji způsobuje, poprvé prokázal kožním testem Robert Debré v roce 1950.4 Názory na etiologii tohoto onemocnění, nejčastěji probíhající jako regionální lymfadenitida, se v průběhu let měnily. Za původce se považovaly také chlamydie a viry, z důvodu výskytů pozitivních nálezů antivirových protilátek a nemožnosti růstu mikroorganizmu na běžných bakteriologických půdách.9 Wear v roce 1983 a Margileth v roce 1984 popisují nález polymorfních tyček barvících se stříbrem v uzlinách pacientů s CSD. V roce 1988 English kultivoval z lymfatických uzlin deseti pacientů gramnegativní bakterii Afipia felis.4 Ve všech pozdějších studiích zabývajících se CSD se však v roli původce potvrzuje výlučně
B. henselae.10-16
Kožní onemocnění. Kromě onemocnění z kočičího škrábnutí17 se v devadesátých letech začíná, hlavně u HIV pozitivních pacientů, popisovat nová nosologická jednotka – bacilární angiomatóza.18 Jde o purpurová ložiska různé velikosti na kůži a v podkoží, ale i kaverny ve vnitřních orgánech vyplněné krví, které jsou způsobeny vaskularizační tkání. Na rozdíl od CSD jde často o fatální onemocnění, jehož původcem je také B. henselae. V anamnéze nemocných je často uveden kontakt nebo poranění kočkou.19-21
Onemocnění orgánů. Jde o závažná onemocnění. Bez cílené terapie končí většinou fatálně.
V případě peliózy jater a sleziny je parenchym těchto orgánů vyplněn různým počtem cyst, které mají různou velikost, jsou vyplněné krví a v jejich okolí lze v histologických preparátech pozorovat shluky bartonel. B. henselae může být rovněž původcem endokarditid,22 infekcí oka (panuveitida,23 neurorenitida, glaukom,24 Parinaudův syndrom,25 oční abscesy26), osteomyelitid, abscesů v játrech,27 splenomegalie,28 granulomatózní hepatitidy, encefalopatie,25 a nefritidy.29,30 Postiženy jsou většinou osoby s imunodeficitem získaným, vrozeným nebo po imunosupresivní léčbě. Zaznamenány byly i případy výskytu organizovaných útvarů v parenchymu mléčné žlázy u žen doprovázené zvětšením hrudních mízních uzlin.31
Zvláštní kapitolu tvoří horečky nejasné etiologie hlavně u dětí, které jsou způsobené infekcí B. henselae, a u nichž je nutné sledovat případné šíření infekce do dalších orgánů (lymfatické uzliny, játra, slezina, nervový systém, oči).32,33
Epidemiologie
Kočky mají dlouhodobé bakteriemie přetrvávající i více než rok.2,34-36 Prevalence bakteriemie u koček dosahuje zhruba 10 až 40 %.35,37,38 U koček, pacientů s infekcí B. henselae je však vyšší, a to až 80 %.39 Nejvyšší prevalenci bakteriemie mají toulavé kočky, což souvisí s jejich zablešením. V blechách (Ctenocephalides felis) se prokazuje B. henselae.36 V několika experimentech se podařilo infikovat kočky pomocí blech infikovaných koček a je pravděpodobné, že by mohly infikovat rovněž člověka. U koček se často detekuje až tisíc baktérií v jednom mililitru venózní krve. Zajímavé je, že tyto kočky jsou obvykle klinicky zdravé. Ojediněle lze však i u koček pozorovat klinické příznaky, např. konjunktivitidu a endokarditidu.40
Prevalence u koček evidentně souvisí více se způsobem života než s místem jejich původu. Většina údajů hovoří o vyšším riziku infekce od koťat a koček do stáří jednoho roku. Tento fakt se zdůvodňuje větší hravostí mladších zvířat, nikoliv větší prevalencí bakteriemie. Nejvyšší prevalence byla dokumentována u toulavých koček, avšak existují také údaje opačné, o nejvíce infikovaných kočkách chovaných v domácnostech. Otázkou zůstává přesná orgánová lokalizace B. henselae u kočky a mechanismus přenosu infekce na člověka. Bartonely jsou pravděpodobně přítomny také v ústní dutině nebo na drápech. Průkaz DNA bartonel byl dokonce proveden ze zubní dřeně exhumovaných koček.41 Ve vyšetřovaném souboru klíštěte Ixodes ricinus (n = 271) byla amplifikací DNA rovněž prokázána B. henselae (1,5 %) a je pravděpodobné, že klíštata by mohla být rovněž zdrojem infekce zvířat a člověka.42
Laboratorní diagnostika
B. henselae lze pozorovat v postižených tkáních po obarvení stříbrem jako kokobacilární nebo tyčinkovité útvary. Diagnózu však nelze stanovit přesně.20 Imunofluorescenční průkaz specifických vnějších lipopolysacharidů se běžně nepoužívá a standardní test zatím neexistuje.17,43 Elektronová mikroskopie neumožňuje identifikaci agens, ale byla využita například při studiu intraerytrocytární lokalizace B. henselae.44,45 DNA sondy se zatím běžně nepoužívají. PCR metody se stále častěji používají pro přímou diagnostiku onemocnění z tkání pacientů a také pro identifikaci a typizaci bartonelových kmenů po jejich předchozí kultivaci.46-48
Kultivace: Ke kultivaci B. henselae se používají pevná kultivační média i tkáňové kultury (buněčné linie např. HeLa buňky). Kultivace B. henselae v bujónu se daří jen výjimečně. Použití agarových půd dnes jednoznačně převládá. Kultivace B. henselae byla poprvé popsaná v roce 1992 současně.8,49 Při kultivaci byla použita komerční odběrová souprava (Isolator Becton Dickinson, USA) s obsahem saponinu, který lyzuje erytrocyty. Lyzovaná krev se centrifuguje a sediment se vyočkovává na pevné kultivační půdy.50 Důvodem, proč tento způsob zpracování hemokultur je citlivější než pouhé vyočkování nelyzované krve, je pravděpodobně způsobeno faktem, že významné množství bartonel je lokalizováno uvnitř erytrocytů.51 Jako kultivační média se používají téměř výhradně obohacené krevní nebo čokoládové agary.52 Nejvhodnější je králičí krev. Bartonely se množí pomalu.
Charakteristická je nestejná velikost kolonií v primokultuře, které jsou tvořeny gramnegativními kokobacily. Kolonie jsou po dvou týdnech kultivace 0,5 až 2 mm velké. Při pasážování se kultivační doba zkracuje. Kolonie jsou vidět už po třech dnech kultivace jako povlak v očkovacích čarách. Po dalších třech až čtyřech dnech jsou vidět kolonie stejné velikosti, kolem 2 mm.4,8,53 Kultivační průkaz B. henselae se u člověka, na rozdíl od koček, podaří pouze ve výjimečných případech.8
Kožní test a sérologické vyšetření lidí: V diagnostice onemocnění z kočičího škrábnutí se zpočátku používal kožní test. Antigen se připravoval z punktátu uzlin pacientů, ale test byl málo specifický.54,55 Stanovení IgM a IgG protilátek se v současnosti provádí na principu nepřímé imunofluorescenční metody. Stanovuje se titr IgM nebo IgG k celobuněčnému antigenu B. henselae a B. quintana fixovanému na sklíčko. Zkušenosti se sérologickou diagnostikou však naznačují, že klinická forma CSD často nekoreluje se seropozitivitou a naopak v séru zdravých lidí se často vyskytují imunoglobuliny reagující s povrchovými lipopolysacharidy gramnegativních baktérií.56
Identifikace původce
a) Fenotypová: Barvením podle Grama lze bakterie pozorovat jako asi 1,5 μm dlouhé gramnegativní tyčky. Testy na průkaz katalázy a oxidázy jsou negativní.4 Klasická biochemická identifikace, založená na fermentaci nebo asimilaci sacharidů a jiných substrátů, prováděná u většiny klinicky významných baktérií, není možná. Důvodem je růstová náročnost mikroorganismu, a tudíž nemožnost růstu na půdách použitých jako základ pro tyto testy. Alternativní možností je stanovení enzymatické aktivity z narostlé bakteriální biomasy, čehož využili Welch a Gurfield ke stanovení aktivity hlavně arylamidáz.8 Jejich stanovení však nemá pro identifikaci B. henselae zásadní význam a lze ho využít jenom orientačně.
b) Genotypová: V roce 1990 Relman a kolektiv z klinického materiálu imunodeficitních pacientů s bartonelovou infekcí amplifikoval pomocí PCR gen B. henselae pro 16S rRNA a určil jeho sekvenci.20 Nejpoužívanější metodou k identifikaci bartonel je restrikční polymorfizmus (restriction fragment length polymorphism – RFLP) části citrátsyntetázového genu (gltA).57,58 Osvědčila se i při identifikaci nových bartonel.59 Jinými možnostmi identifikace B. henselae jsou hybridizace DNA-DNA,60 RFLP intergenové oblasti pro 16S-23S rRNA61 a její modifikace. Metody 16S rRNA sekvenace a hybridizace DNA-DNA jsou metody referenční, časově náročné, a používají se hlavně na taxonomických pracovištích.
Typizace: Typizace je subspecifická identifikace bakteriálních kmenů jednoho druhu. U bartonel se provádí typizace genotypová. Makrorestrikční analýza DNA je založena na štěpení DNA restrikční endonukleázou a elektroforetické separaci fragmentů v pulzním poli. Jde o metodu s vysokou rozlišovací kapacitou, která na základě restrikčních profilů, dělí kmeny B. henselae do mnoha skupin.57 RFLP intergenové oblasti pro 16S a 23S rRNA byla použita k identifikaci i typizaci kmenů B. henselae. Kmeny B . henselae patří nejčastěji k typům A a B. Onemocnění z kočičího škrábnutí je nejčastěji způsobeno typem A.61 Také metody (RAPD – random amplified polymorfic DNA, ERIC – eubacterial repetitive intergenic consensus, REP-PCR – repetitive extragenic palindromic sequences PCR), které využívají amplifikaci nedefinovaných úseků DNA, rovněž našly uplatnění při typizaci
B. henselae.4,61
Diferenciální diagnóza
Z infekčních onemocnění přichází v diferenciální diagnóze do úvahy lymfadenopatie, horečky, endokarditidy, osteomyelitidy a záněty oka jiné etiologie. Patří sem rovněž infekční onemocnění způsobené jinými druhy bartonel (nejčastější nosologické jednotky pro jednotlivé původce jsou B. quintana – horečnaté onemocnění, bacilární angiomatóza, B. elizabethae – endokarditida, B. clarridgeiae – CSD, B. koehlerae – endokarditida, B. vinsonii subsp. berkhoffii a subsp. arupensis – horečnaté onemocnění). Z neinfekčních onemocnění jde hlavně o novotvary s různorodou lokalizací, Kaposiho sarkom a hemangiom.65
Terapie
Stanovení citlivosti k antibiotikům není doposud standardizováno, a léčba tudíž vychází hlavně z empirických poznatků.62,63 Preparáty citlivé in vitro (betalaktamová antibiotika, cotrimoxazol, fluorochinolony) mohou při léčbě selhat, a proto se v iniciálním stadiu používá doxycyklin (100 mg/2 x denně) nebo erytromycin (500 – 1000 mg/4 x denně). Terapeuticky účinný je také tetracyklin, chloramfenikol, azitromycin, klaritromycin a minocyklin. Terapeutických výsledků bylo dosaženo také gentamicinem a ciprofloxacinem. Při postižení parenchymu vnitřních orgánů (jater, sleziny, endokardu) a kostí je vhodné začít terapii parenterálně a pokračovat perorálním podáváním antibiotika několik měsíců. Délka terapie antibiotiky se řídí výsledkem monitorování postižené tkáně (sonografie, CT, RTG). Bacilární angiomatózu se doporučuje léčit perorálně 8 – 12 týdnů a v případě neúspěšnosti i déle. U bakteriemií se doporučuje nejméně čtyřtýdenní léčba. Dlouhodobá léčba (2 – 3 měsíce) se doporučuje u HIV pozitivních pacientů nebo u pacientů s endokarditidou nebo perzistentní a recidivující horečkou.65 U endokarditid se antibiotická terapie kombinuje s náhradou postižených chlopní.
Prognóza
Bez terapie nemoc postupuje u imunodeficitních pacientů progresivně a nejčastěji končí fatálně, ačkoliv při časné diagnóze a cílené terapii je mortalita nízká. Pro onemocnění imunokompetentních osob je charakteristické dlouhodobé onemocnění nebo relapsy, které končí ve většině případů uzdravením. Bakteriemické kočky jsou většinou bez klinických příznaků infekčního onemocnění.
Literatura:
1. Anderson B. E. et al. Bartonella spp. as emerging human pathogen. Clinical Microbiol Reviews 1997;10:203-219.
2. http://www.2ndchance.info/catscratch.htm.
3. Arias-Stella J. et al. Histology, immunohistochemistry and ultrastructure of the Verruga in Carrions disease. Am Jour Surg Pathol 1986;10:595-610.
4. Birtles R. J., Raoult D. The genera Afipia and Bartonella. In: Schmidt A: Bartonella and Afipia species emhasizing Bartonella henselae, Bayer, 1998:32-62.
5. Chomel B. B. et al. An update of the case of Rochalimaea ethiology. Inf Med 1993;10:44-46.
6. Droz S.et al. Bartonella koehlerae sp.nov., isolated from cats. J Clin Microbiol 1999;37:1117-1122.
7. Kordick D. L. et al. B. clarridgeiae, a newly recognized zoonotic pathogen causing papules, fever, and lymhadenopathy. J Clin Microbiol 1997;35:1813-1818.
8. Welch D. F.et al. R. henselae sp.nov., a cause of septicaemia, bacillary angiomatosis and
parenchymal bacillary peliosis. Clin Microbiol 1992;30:275-280.
9. Adal K. A. et al. CSD, bacillary angiomatosis and other infections due to Rochalimae. N Engl J Med 1994;330:1509-1515.
10. Anderson B. E. et al. Detection of R. henselae DNA in specimens from CSD patients by PCR. J Clin Microbiol 1994;32:942-948.
11. Bergmans A. M.et al. Etiology of CSD: comparison of PCR detection of B. henselae and A. felis with serology. J Inf Dis 1995;171:916-923.
12. Groves M. G.et al. R. henselae infections: newly recognized zoonoses transmitted by domestic cats. JAMA 1994;204:267-271.
13. Koehler J. E. et al. Bartonella: an emerging human pathogen. Emerg Inf J 1998;147-163.
14. Slater L. N. et al. A newly recognized fastidious gram-negative pathogen as a cause of fever and bacteremia. N Engl J Med 1990;323:1587-1593.
15. Slater L. N.et al. R. henselae causes bacillary angiomatosis and peliosis hepatis. Arch Inter Med 1992;152:602-606.
16. Zbinden R. B. henselae-based indirect fluorescence assay are useful for diagnosis of CSD. J Clin Microbiol 1998;36:3741-3742.
17. Min K. W. et al. Morphologically variable bacilli of CSD are identified by immunocytochemical labelling. Am J Clin Pathol 1994;101:607-610.
18. Cockerell C. J.et al. Bacillary angiomatosis occuring in an immunocompetent individual. Arch Dermatol 1990;126:787-790.
19. Koehler J. E. et al: Isolation of Rochalimaea species from cutaneous and osseous lessions of bacillary angiomatosis. N Engl J Med 1992;327:1625-31.
20. Relman D. A. et al. The agent of bacillary angiomatosis. N Engl J Med 1990; 323:1573- 1580.
21. Tappero J. W. et al. Bacillary angiomatosis and bacillary splenitis in immunocompetent adults. Ann Inter Med 1993;118:363-364.
22. Albrich W. C., Kraft C., Fisk T., Albrecht H. A mechanic with a bad valve: blood-culture-negative endocarditis. Lancet Infect Dis 2004;4:777-784.
23. Khurama R. N., Albini T., Greeen R. L., Rao N. A. Lim J. I. Bartonella henselae infection presenting as an unilateral panuveitis stimulating. Voght-Koyanagi-Harada syndrome. Am J Ophtalmol 2004;138:1063-1065.
24. Gray A. V., Michels K. S., Lauer A. K., Samples J. R. Bartonella henselae infection associated with neurorenitis, entral retinal artery and vein occlusion, neovascular glaucoma, and severe vision loss. Am J Ophtalmol 2004;137:187-189.
25. Escarmelle A., Delbrassine N. and De Potter P. Cat scratch disease and Parinaud´s oculoglandular syndrom. J Fr Ophtalmol 2004;27:179-183.
26. Mirakhur B., Shah S. S., Ratner A. J., Goldstein S. M., Bell L. M., Kim J. O. Cat scratch disease presenting as orbital abscess and osteomytis, J Clin Microbiol 2003;41:3991-3993.
27. Guittet V., Menager C., Missote I., Duparc B., Verghaegen F., Duhamel J. F. Hepatic abscesses in childhood. Arch Pediatr 2004;11:1046-1053.
28. Rolain J. M., Chanet V., Laurichesse H., Lepidi H., Beytout J.,and Raoult D. Cat scratch disease with lymphadeneitis, vertebral osteomyelitis, and spleen abscesses. Ann NY Acad Sci 2003;990:397-403.
29. Hopp L., Eppes S. C. Development of IgA nephritis following cat scratch disease in a 13-year-old boy. Pediatr Nephrol 2004;19:682-684.
30. Bookman I., Scholey J. W., Jassal S. V., Lajoie G., Heryenberg A. M. Necrotizing glomerulonephritis caused by Bartonella henselae endocarditis. Am J Kidney Dis 2004;43:25-30.
31. Markaki S., Sotiropoulou M., Papaspirou P., Lazaris D. Cat scratch disease presenting as a solitary tumor inthe breast: report of three cases. Eur Obstet Gynecol Reprod Biol 2003;106:175-178.
32. Hensel D. M. et al. The genus Bartonella, Clin Microb Newsletter 1995;17:9-16.
33. Tsujino K., Tsukahara M., Tsuneoka H. et al. Clinical implication of prolonged fever in children with cat scratch disease. J Infect Chemother 2004;10:227-233.
34. Childs J. E.et al. Epidemiologic observations on infection with Rochalimaeae species among cats living in Baltimore. J Am Vet Med Ass 1994;204:1775-1778.
35. Chomel B. B. et al. B. henselae prevalence in domestic cats in California, J Clin Microbiol 1995;33:2445-2450.
36. Chomel B. B. et al. Experimental transmission of B. henselae by the cat flea. J Clin Microbiol 1996;34:1952-1956.
37. Matar et al. Identification of Bartonella spp. directly in clinical specimens by PCR-RFLP analysis of a 16S rRNA gene fragment. J Clin Microbiol 1999;37:4045-4047.
38. Sander A. et al. Detection and identification of two B. henselae variants in domestic cats in Germany. J Clin Microbiol 1997;35:584-587.
39. Kordick D. L. et al. Prolonged Bartonella bacteremia in cats associated with CSD patients. J Clin Microbiol 1995;33:3245-3251.
40. Chomel B. B., Wey A. C., Kasten R. W., Stacy B. A., Labelle P. Fatal case of endocarditis associated with B. henselae type I infection in a domestic cats. J Clin Microbiol 2003;41:5337-5339.
41. Aboudharam G., Vu D. L., Davoust B., Drancourt M., Raoult D. Molecular detection of Bartonella spp. in the dental pulp of stray cats buried for a year, Microb Pathog 2005;38:47-51.
42. Sanogo Y. O., Zeaiter Z., Caruso G. et al. B. henselae in Ixodes ricinus ticks removed from humans, Belluno province, Italy. Emerg Infect Dis 2003;9:329-332.
43. Reed J. A. et al. Immunocytochemical identification of R. henselae in bacillary angiomatosis, and parenchymal bacillary peliosis. Am J Surg Pathol 1992;16:650-657.
44. Andersson S. G. E. et al. R. prowazeki and B. henselae: Differences in the intracellular life styles revisited. Int J Med Microbiol 2000;290:135-141.
45. Kordick D. L. et al. Intraerythrocytic presence of B. henselae. J Clin Microbiol 1995;33:1655-1656.
46. Avidor B. et al. Molecular diagnosis of CSD: a two step approach. J Clin Microbiol 1997;35:1924-1930.
47. Goral S. et al. Detection of R. henselae DNA by PCR from suppurative nodes. Ped Infect Dis J 1994;13:994-997.
48. Renesto P. et al. Use of rpoB gene analysis for detection and identification of Bartonella species. J Clin Microbiol 2001;39:430-437.
49. Regnery R. et al. Characterization of a novel Rochalimaea species, R. henselae sp.nov. isolated from blood of a febrile, HIV-positive patient. J Clin Microbiol 1992;30:265-274.
50. Melter et al. Detection of B. henselae in the Czech Republic, Proc 8th European Congress of Clinical Microbiology, 1997, Lausanne, Vol. 3, Supp.2:1384.
51. Sander A. et al. Hemin-dependent growth and hemin binding of B. henselae. FEMS Microbiology Letters 2000;189:55-59.
52. Scola B. L. et al. Culture of B. quintana and B. henselae from human samples: a five year experience. J Clin Microbiol 1999;37:1899-1906.
53. Brenner S. A. et al. Isolation of B. henselae: effects of methods of blood collection and handling. J Clin Microbiol 1997;35:544-547.
54. Margileth A. M. et al. CSD and nontuberculous mycobacterial disease. Ann Alergy 1992;68:149-154.
55. Margileth A. M. et al. CSD. N Engl J Med 1993;329-331.
56. Scola B. L.et al. Serological cross-reactivity between B. quintana, B. henselae and Coxiella burnetii. J Clin Microbiol 1996;34:2770-2774.
57. Melter et al. Detection and characterization of feline Bartonella henselae isolates in the Czech Republic. Vet Microbiol 2003;93:261-273.
58. Regnery R. L. et al. Genotypic identification of Rickettsiae and estimation of intraspecies sequence divergence for portions of two rickettsial genes. J Bacteriology 1991;173:1576-1589.
59. Joblet C. et al. Identification of Bartonella species among fastidious gram-negative bacteria on the basis of partial sequence of the citrate-synthase gene. J Clin Microbiol 1995;33:1879-1883.
60. Brenner D. J. et al. Proposals to unify genera Bartonella and Rochalimaea with descriptions of B. quintana comb. nov., B. vinsonii comb. nov., B. henselae comb. nov., and B. elizabethae comb. nov., and to remove the family Bartonellaceae from the order Rickettsiales. Int J Sys Bact 1993;43:777-778.
61. Matar G. M. et al. PCR- based RFLP analysis of a fragment of the ribosomal operon from R. henselae-subtyping. J Clin Microbiol 1993;31:1730-1734.
62. Margileth A. M. et al. Antibiotic therapy for CSD. Ped Infect Dis J 1992;11:474-478.
63. Maurin M. et al. MICs of 28 antibiotics compounds for 14 Bartonella isolates. Antimicrob Agents Chemother 1995;39:2387-2391.
Adresa autora:
MVDr. Oto Melter, PhD.
Labvet
Bubenské nábřeží 13/306
17004 Praha 7
e-mail: labvet@volny.cz
Průkaz a charakterizace kmenů Bartonella henselae u koček v České republice
V ČR byl u lidí zaznamenán sporadický výskyt příznaků infekce B. henselae projevující se postižením kůže nebo mízních uzlin. Diagnostika onemocnění však zatím není uspokojivě vyřešena vzhledem k tomu, že kultivační průkaz B. henselae v lidském klinickém materiálu je obtížný, stejně jako interpretace titrů specifických protilátek IgM a IgG stanovených pomocí dostupného komerčního celobuněčného antigenu. Ve studii jsme se proto zaměřili na průkaz B. henselae v krvi koček, které mohou být rezervoárem infekce.
Venózní krev byla odebrána od šedesáti klinicky zdravých koček a jednoho kotěte s kachexií, jednalo se o zvířata ve věku 3 měsíce – 13 let různých kategorií (toulavé kočky, n = 6, všechny zablešeny; kočky z útulků, n = 20, bez blech; kočky žijící v domácnostech, n = 35, bez blech) žijících na území hlavního města a v předměstských oblastech. Studie probíhala ve dvou etapách (1995 a 2000) s odlišným zpracováním vzorků. V první etapě se krev zpracovávala okamžitě a ve druhé až po dvoutýdenním zamražení, které se někdy doporučuje pro zvýšení kultivačního průkazu B. henselae. Krev byla kultivována na krevním a čokoládovém agaru při 35 oC v atmosféře s 5 % CO2 po dobu 30 dnů. Po sedmi dnech inkubace vyrostly ze vzorků od pěti zvířat drobné, pouhým okem stěží rozeznatelné kolonie. Koncentrace kolonií (CFU) byla u všech koček s bakteriemií vyšší než 103/ml venózní krve. I jiné studie udávají stejně vysoké koncentrace. Kolonie v primokultuře byly šedé, drsné, s nerovnými okraji, ulpívaly na povrchu agaru, po 14 dnech kultivace byly od 0,5 do 2 mm velké a byly tvořeny gramnegativními kokobacily. Růst kolonií v dalších pasážích byl patrný již třetí den jako povlak drobných kolonií v očkovacích čárách.
Izolované kmeny měly negativní katalázovou a oxidázovou aktivitu. Klasickou biochemickou identifikaci, založenou na fermentaci nebo asimilaci sacharidů a jiných substrátů, která se provádí u většiny klinicky významných bakterií, nelze v případě B. henselae použít, protože tato bakterie na půdách používaných pro tyto testy neroste. Stanovení enzymatické aktivity z narostlé bakteriální biomasy představuje alternativní možnost, které využili Welch a Gurfield ke stanovení aktivity arylamidáz. Toto stanovení však má pro identifikaci B. henselae pouze orientační význam. Aktivita arylamidáz byla s výjimkou jednoho enzymu u námi izolovaných kmenů B. henselae stejná, jako uvádí tito autoři. Při druhové identifikaci pomocí restrikční analýzy citrátsyntetázového genu, DNA-DNA hybridizace a porovnání s typovým kmenem B. henselae ATCC49882 vykázaly studované kmeny příslušnost k druhu B. henselae.
Pro typizaci kmenů izolovaných v ČR byla vůbec poprvé u B. henselae použita analýza oblasti 16S-23S rRNA ribotypizací. Další typizační metodou byla makrorestrikční analýza DNA v pulzním poli. Typizace ukázala, že každá z pěti kultivačně pozitivních koček byla infikována odlišným kmenem B. henselae, což svědčí o různých zdrojích infekce u těchto koček. U pěti koček (8 %) žijících na území hlavního města a na předměstí byla v krvi prokázána Bartonella henselae. S výjimkou jednoho kotěte s kachexií neznámé etiologie šlo o klinicky zdravé jedince. Kromě kočky z útulku byla všechna pozitivní zvířata napadena blechami. Výsledky studie, i když byla provedena u různě velkých souborů zvířat a v jejím průběhu došlo k modifikaci metody zpracování vzorků, ukazují na to, že toulavé kočky budou častěji kultivačně pozitivní a na možnou roli blechy v epidemiologii B. henselae.
Poznámka: Protože v době studie nebyla na našem trhu žádná komerční souprava pro serologické vyšetření pacientů s touto infekcí dostupná, připravili jsme z typového kmene B. henselae (ATCC 49882) celobuněčný antigen pro stanovení specifických protilátek IgG nepřímou imunofluorescencí. Při vyšetření sér klinicky zdravých majitelů pěti koček s bakteriemií nebyla přítomnost specifikých protilátek prokázána. Vyšetřena byla rovněž séra 45 pacientů s lymfadenitidou, kteří přišli do styku s kočkou, a u 28 z nich byl zjištěn signifikantní titr protilátek i jejich sérokonverze (Melter, Infekce způsobené B. henselae, Praktický lékař 1998; 3:116-119). Ve spolupráci s Mikrobiologickým ústavem AV, Praha, byla připravena rovněž sonda DNA, kterou lze prokázat původce v histologických řezech pacientů s infekcí B. henselae (Hercík et al. In situ detection of B. henselae. Mol Cell Probes 2002;16:49-56).
Melter O., Hercík K., Weyant R.S., Janeček J., Nemec A., Mecera J., Gonzorová Ľ., Branny P. Detection and characterization of feline B. henseale in the Czech Republic, Veterinary Microbiology 2003;93:261-273.
MVDr. Oto Melter, PhD.
