J. DRÁBEK, J. BERNARDY
Veterinární a farmaceutická univerzita Brno
Veterinářství 2004;54:160-170
SOUHRN
Drábek J., Bernardy J. Reprodukční a respirační syndrom prasat (PRRS) – rewiev. Veterinářství 2004;54:160-170.
V práci jsou shrnuty současné poznatky týkající se porcinního reprodukčního a respiračního syndromu (PRRS) tak, jak byly prezentovány na všech přednáškách a posterech (včetně workshopů) a nedávném sympoziu konaném v Římě pod názvem 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases.
Onemocnění PRRS je charakterizováno prolongovanou viremií, replikací viru v alveolárních a plicních intravaskulárních makrofázích a perzistující infekcí. Infekce březích prasnic virem reprodukčního a respiračního syndromu prasat (PRRSV) vyvolává zmetání částečně autolyzovaných mumifikovaných plodů, případně se předčasně rodí mrtvá nebo málo životná selata. Pneumonie vyvolaná virem má zvlášť těžký průběh u prasat ve fázi jejich intenzivního růstu. Mikroskopicky se změny v plicích jeví jako multifokální intersticiální nahloučení makrofágů a nekrotizovaných buněk a buněčných částí. Další méně časté mikroskopicky pozorované změny zahrnují myokarditidu, vaskulitidu, hypertrofii a hyperplazii lymfatické tkáně, byla zaznamenána také encefalitida.1
Onemocnění bylo poprvé popsáno v roce 1987 na východě USA, kde se vyskytlo jako epizootie projevující se poruchami reprodukce u prasnic. V Evropě se toto onemocnění poprvé zjistilo v Německu v roce 1990. V té době bylo označováno různými názvy jako MSD, Mystery Swine Disease – záhadné onemocnění prasat; SAMS, Sows Abortion And Mortality Syndrome – syndrom abortů a mortality prasnic.2 V osmdesátých letech bylo popsáno v Kanadě onemocnění plic, o kterém se zpočátku uvažovalo, že je vyvoláno novým kmenem viru chřipky prasat. Tato proliferativní a nekrotizující pneumonie prasat (PNP) byla podle současných laboratorních analýz, provedených ze vzorků dosud uchovaných, ale odebraných v letech 1988 až 1992 a poté z období roku 1997 až 2001, vyvolána kombinovanou infekcí virem PRRS, cirkovirem (PCV2) a virem chřipky prasat (SIV). V těchto laboratorních analýzách byl v 92 % případů prokázán PRRSV, ve 42 % porcinní cirkovirus typ 2 a virus chřipky prasat byl zjištěn pouze u 2 % vyšetřovaných vzorků. V USA se považuje PRRS za onemocnění prasat, které vyvolává největší ekonomické ztráty v oblasti produkce vepřového masa.
Epizootologie
Vyvolávajícím agens tohoto onemocnění je virus zařazený do rodu Arterivirus, řádu Nidovirales. Má lineární uspořádání RNA, jeho virion je malý (60 nm), obalený a množí se v cytoplazmě buněk. Je geneticky vysoce variabilní (na úrovni glykoproteinového obalu – E). Mutace jsou vyvolány akumulací různých vlivů, jako je náhodná mutace, intragenová rekombinace a kvazidruhová evoluce. Genetická rozdílnost nepříznivě ovlivňuje možnosti prevence a kontroly tohoto onemocnění.
Struktura viru
V současné době jsou popsány dva hlavní genotypy – evropský (EU) a americký (NA). Virový genom je tvořen polyadenylovanou jednovláknitou RNA a hlavním obalovým proteinem je glykoprotein (GP5), kódovaný otevřeným čtecím rámcem ORF5, který obsahuje imunologicky důležité domény, které stimulují virus neutralizační imunitu.2 Dosud byla u alveolárních makrofágů rozpoznána 2 vazebná místa (receptory), ve kterých se virus navazuje na buňku a proniká do cytoplazmy. Na tyto glykosaminoglykanové receptory se virus váže obalovým proteinem GP5, vazba na druhý typ receptoru – sialoadhesin – není dosud známá.3 Oba základní typy viru, EU i NA, se na receptory adherují shodným způsobem.4
Všechny dosavadní studie popisují velké genetické rozdíly mezi EU a NA izoláty viru a GP5 je označován za nejvariabilnější virový protein.5,6,7 V praxi bylo doloženo, že i v jednom stádě mohou existovat rozdílné kmeny viru. Ke změnám antigenní struktury viru může dojít mutací, substitucí, delecí, insercí a rekombinací.8 U PRRSV bylo identifikováno velké množství sekvenčních diferencí, což potvrzuje jeho velkou variabilitu ve srovnání s ostatními viry, které mají význam při vzniku poruch zdravotního stavu u prasat.8,9
Dnes se zpracovávají fylogenetické stromy kmenů PRRSV, které jsou zpravidla založeny na analýzách ORF5, 6 a 7. V práci polských autorů je mapován výskyt kmenů v polských chovech prasat, kdy jeden zdroj prokázaného viru v chovu je blízký severoamerickému genotypu viru (NA) a pochází pravděpodobně z atenuované živé vakcíny Ingelvac PRRS MLV, kde byl použit antigen NA. V chovech prasat, kde se vyskytuje tento americký kmen jsou popsány reinfekce prasat evropským genotypem viru s následně prokázanou viremií, což dokazuje velmi omezenou imunologickou ochranu mezi těmito dvěma základními genotypy viru (NA a EU).10
Zařadit obr.
Přenos infekce
K přenosu infekce dochází přímým kontaktem mezi zvířaty, infikovaným semenem nebo sekundárními zdroji. Pravděpodobnost přenosu je podmíněna věkem prasat v době infekce.
Prasnice včetně budoucích prasnic, tzn. prasničky od věku 6 – 7 měsíců mohou být infikovány oronazálně, intravenózně, intravaginálně a intratracheálně. Jsou vnímavé k dávce od 100 CCID50 virulentního terénního kmene PRRSV aplikovaného intramuskulárně. Viremie v těchto případech zpravidla trvá méně než 3 týdny po infekci mladších prasnic, u většiny starších prasnic méně než 2 týdny.
V experimentálních podmínkách je horizontální přenos u této kategorie prasat málo pravděpodobný. Naopak v terénních podmínkách je situace velmi variabilní, kdy k přenosu na vnímavá zvířata nemusí vůbec docházet a nebo k němu dochází za situace, kdy pro tento přenos jsou používány vhodné technologie (například společná krmná a napájecí zařízení pro skupiny prasnic). Proč k tomuto přenosu na vnímavá prasata v některých případech dochází a jindy ne, není zcela objasněno. V terénních podmínkách je asymptomních – chronických nosičů a vylučovatelů viru u starších prasnic jen velmi málo. To potvrzují pozorování, kdy se v chovu prasnic navrací původní optimální reprodukční ukazatele a velké množství prasnic ve stádě se stává opět séronegativním. Některé chovy prasnic původně pozitivní na PRRS se později staly spontánně negativní a je prokazováno, že v takovýchto stádech je pouze několik zvířat, která mohou být chronickými nosiči a vylučovateli viru. Tyto chovy, které nemají klinickou manifestaci a jejíž narozená selata jsou na virus negativní, se označují jako PRRS stabilizované.
K vertikálnímu přenosu infekce dochází zejména v období pozdní březosti. K transplacentárnímu přenosu viru dochází do 1 týdne po infekci prasnice. Infekce prasnice v raném období gravidity má jen velmi malý negativní vliv na vyvíjející se embrya, avšak po období, kdy dojde k placentaci, jsou vyvíjející se embrya a později plody k infekci virem stále vnímavější.
Kanci mohou vylučovat virus v semenu po mnoho týdnů po infekci. Virus může být vylučován intermitentně, což činí testy přímého průkazu viru v semeni obtížně vyhodnotitelné. Důležitou je otázka, zda v těchto případech je množství vylučovaného viru v semenu dostatečné pro mez citlivosti diagnostické metody a také, zda je dostatečné k vyvolání intrauterinní infekce. Minimální infekční dávka viru PRRS v semenu není pro prasnice dosud známa.
Údaje o délce vylučování viru v semeni se v literatuře různí. V práci španělských autorů je například udáváno, že virus je v semeni přítomen pouze 4. až 10. den po infekci. Období vylučování viru odpovídá době zhoršené kvality semene kanců. Po provedení experimentální infekce dvaceti kanců bylo zjištěno, že virus je přítomen především v nadvarleti a je identifikován od 4. do 17. dne po infekci. V těle varlete byl zjištěn pouze ojediněle (6. den po infekci) a v regionálních mízních uzlinách od 2. do 17. dne. V krevním séru byl virus prokazován od 2. do 9. dne pravidelně u všech kanců a od 10. do 23. dne již variabilně. Od 24. dne již virus nebyl zjišťován. V bulbouretrální žláze byl virus zjištěn pouze u tří kanců a to 14. a 17. den, ve vezikulární žláze u dvou kanců 6. a 17. den po infekci a v prostatě u pěti kanců 4., 6., 9., 17. a 23. den po infekci. Izolace viru v semeni byla pozitivní u čtyř kanců 4., 6., 7. a 10. den po infekci.11
Prasničky se mohou nakazit stejnými cestami, jako je popsáno u prasnic. K jejich infekci však postačuje dávka 20 CCID50 viru podaného oronazálně. Nakažené prasničky vylučují průběžně virus po infekci po dobu 6 – 8 týdnů.
Selata se mohou infikovat virem již intrauterinně a pokud výjimečně dojde k porodu živých plodů, vylučují pak virus do vnějšího prostředí.12 V této situaci můžeme očekávat zvýšenou mortalitu selat v období před odstavem vyvolanou různými sekundárními infekcemi. Tyto zdravotní situace se často zjišťují při novém vzplanutí PRRS v chovu. Dnes se běžně tato zvýšená vnímavost k dalším různým patogenům prasat vysvětluje supresí imunitního systému u infikovaných zvířat virem. Experimentálně intrauterinně infikovaná selata měla po narození zvýšené hladiny leukocytů a cytokinů v periferní krvi, fagocytární funkce makrofágů byla inhibována. Obecně lze konstatovat, že po jejich infekci dochází k velmi závažnému postižení funkce imunitního systému v období ihned po narození.13
Nepřímý přenos onemocnění je možný aerosolem, kontaminovanými předměty a vektory. Obecně uvažovanou vzdáleností pro přenos infekce mezi zvířaty je jeden metr. V současné době však existují informace, podle kterých je možno virus přenést v experimentálních podmínkách až na vzdálenost 150 m. Jako zdroj infekce mohou být také různé ochranné pracovní pomůcky, stájové nářadí, dopravní prostředky, kontejner na semeno a další. Významnou roli v přenosu tohoto onemocnění mohou hrát také ptáci (například mechanický přenos kontaminovaných exkrementů na končetinách), krev sající hmyz a další volně žijící zvířata.14 V zažívacím ústrojí mouchy domácí (Musca domestica) virus přežívá 12 hodin, u komára (Aedex vexans) byl virus prokázán za 6 hodin.15,16 Myši a potkani nejsou vnímaví k infekci PRRSV. Jistou roli v rozšiřování infekce mohou hrát některé biologické vektory, ve kterých se virus může pomnožovat a pak se může dále šířit; jako příklad je možno uvést některé druhy vodních ptáků. Virus byl také prokazován za 48 hodin z nosních výtěrů ošetřovatelů prasat, kteří přišli do kontaktu s infikovanými prasaty. Tyto osoby však nebyly prokázaným vektorem šíření onemocnění.17,18
Tenacita viru
V současných literárních přehledech je uváděno, že v experimentálních podmínkách může být virus od infikovaných prasat izolován za 105 – 150 dnů po infekci, metodou PCR byl detekován ještě za 251 dnů. V terénních podmínkách může být virus v infikovaných prasatech pravděpodobně přítomen i po dobu delší a tato zvířata jsou v postiženém chovu zdrojem významných infekčních rizik. V testu na 78 čtyřměsíčních prasatech, která byla experimentálně infikována terénním kmenem, bylo prokázáno metodou PCR, že u sérologicky negativních zvířat je virus přítomen v různých tkáních. Sérologické vyšetření prasat metodou ELISA, stanovením sérum neutralizačních protilátek (SN) a IFA nejsou u prasat před porážkou spolehlivými testy pro interpretaci PRRS v chovu. Nedostatečnou spolehlivost má také některými autory doporučované virologické vyšetření vzorků stěrů nebo seškrabů orofaryngeální sliznice.
Existuje domněnka, že u onemocnění PRRS nedochází ke vzniku fenoménu imunotolerance. To dokládají práce, kdy féty infikované virulentními terénními kmeny zpravidla uhynou a plody infikované v pozdní březosti se mohou narodit živé, bez protilátek. Pokud přežijí dostatečně dlouho, mohou po infekci sérokonvertovat. Plody inokulované atenuovanými kmeny viru klinicky neonemocní a neuhynou, ale zjišťuje se u nich měřitelná imunitní odpověď.
Imunologie
Experimentální infekce terénním virem vždy vyvolává detekovatelnou imunitní odpověď, zpravidla brzy po infekci (od 7 do 14 dnů).19,20 Vrchol hladiny titru protilátek je dosahován za 5 – 6 týdnů po infekci a postupně klesá a může vymizet v řádu několika měsíců. Pozoruhodné je zjištění o nedostatečné humorální imunitní odpovědi na experimentální čelenž homologním typem viru. Imunizace a čelenž identickým virem nevede k detekovatelnému nárůstu hladiny protilátek. Pokud je prase vakcinováno atenuovaným virem a posléze experimentálně infikováno virulentním homologním čelenžním virem, nedojde ke klinickým projevům onemocnění a dokonce ve většině případů nedochází ani k replikaci a vylučování použitého čelenžního viru. Pokud se provádí další opakovaná vakcinace nebo čelenž identickým virem, nedochází k vzestupu titrů protilátek, naopak dochází k jejich postupnému poklesu až do jejich úplného vymizení.20
Pokud však provedeme čelenž heterologním typem viru nebo je opakovaná vakcinace provedena odlišným kmenem viru, je opětovně zaznamenán nárůst titru protilátek. Jsou vysloveny hypotézy, že tento nárůst titrů protilátek je způsoben antigenní odlišností čelenžního nebo vakcinačního viru a nikoli jako klasická imunitní odpověď na čelenž nebo revakcinaci (booster efekt). Křížové imunitní reakce, kdy po experimentální infekci heterologním kmenem viru nebo mutovaným kmenem, než který byl použit ve vakcíně, dochází ke klinickému onemocnění a jejich zpětné reizolaci, hrají v praxi pro chráněnost zpravidla malou roli. Je to důkaz probíhající replikace viru u prasnic, které byly vakcinovány.
Při infekci virem PRRS se často zjišťuje snížení imunitní odpovídavosti jedince a dochází k perzistování viru po dobu až dvanácti týdnů, kdy může být virulentní virus vylučován z organismu. V procesu vývoje a modulace imunity hrají významnou roli cytokiny. Podle současných poznatků může PPRSV významně zvýšit uvolňování cytokinu IL-10, který má za následek inhibici funkce makrofágů hostitelského organismu ve tkáních. Indukcí tohoto cytokinu je vysvětlována funkce potlačení imunitní odpovědi hostitele. Inhibiční účinek IL-10 na makrofágy a T lymfocyty v časných stadiích PRRSV infekce může interferovat s indukcí chráněnosti proti tomuto onemocnění.21
Vakcinologie
Vakcinace chovu je běžné opatření využitelné při kontrole infekce PRRSV v chovatelských regionech s vysokým promořením. V místech, kde nemůže být provedena eradikace z důvodů vysoké pravděpodobnosti reinfekce, je vakcinace účelné opatření ke snížení ekonomických ztrát. Při vakcinaci však nedochází k úplné preventivní ochraně proti onemocnění, nedochází k úplné sterilizační imunitě. V terénních podmínkách prasnice v populaci infikované v různém stupni nemusí vytvořit rychlou ochrannou imunitní odpověď, která eliminuje cirkulaci viru v jejich organismu. Současné poznatky jsou takové, že po opakovaných imunizacích může trvat několik měsíců, než dojde k postupnému snížení cirkulace viru v imunizované populaci prasnic a případně dojde k jeho úplnému vytlačení ze stáda.
Při vakcinaci březích prasnic živým atenuovaným virem je zvýšené riziko intrauterinního přenosu tohoto viru, a proto vakcinace není zpravidla určena pro březí prasnice. V terénních podmínkách chovů v USA je často používané vakcinační schéma 6/60, kdy primovakcinace je provedena 6. den po porodu a druhá vakcinace 60. den následující březosti. Toto schéma vakcinace je v chovech běžně používáno jako kompromisní řešení a tímto postupem se dosahuje zlepšení parametrů reprodukční užitkovosti a snižuje se nepříznivý ekonomický dopad na chov prasat.
V experimentálních podmínkách dochází při kontrole prostřednictvím IDEXX ELISA testu k sérokonverzi všech vakcinovaných prasat (> 0,4 S/P koef.). Humorální protilátková imunitní odpověď podle těchto sérologických testů postupně klesá v průběhu měsíců a séronegativity je zpravidla dosaženo za 4 – 6 měsíců po vakcinaci (
Komerčně vyráběné vakcíny jsou v současné době modifikované živé vakcíny (modified live vaccine – MLV) nebo inaktivované, případně umrtvené vakcíny (killed vaccine – KV). V některých zemích (ČR mezi ně nepatří, USA ano) je možno vyrábět autogenní inaktivované vakcíny. Tyto vakcíny jsou připraveny pro konkrétní jeden chov z viru, který byl v příslušném chovu izolován.
Aplikace vakcíny klasickou injekční metodou (intramuskulárně) ve srovnání s intradermálním podáním nevyvolala významné rozdíly v sérologické odpovědi po vakcinaci.23,24
Atenuované živé vakcíny (MLV): Za experimentálních podmínek dojde po vakcinaci k infikování všech prasniček i starších prasnic, pokud je dodržena aplikační dávka a vakcinační schéma. V terénních podmínkách se však sérokonverze nezjišťuje u všech vakcinovaných zvířat. Tato nedostatečná sérokonverze, stejně jako příčina, není dosud dostatečně objasněna. Rovněž tak po vakcinaci a čelenži homologním typem viru, případně po revakcinaci se neobjevuje dostatečný vzestup titru humorálních protilátek. Tento v praxi pozorovaný jev je dnes označován jako terénní porucha sérokonverze. Po intramuskulární aplikaci živé vakcíny dojde k viremii a u mladých prasniček se virus replikuje po dobu čtyř týdnů, u starších prasnic po dobu dvou týdnů.
Imunizovaní kanci vylučují vakcinační virus v semeni a doba vylučování je vždy kratší než po infekci terénním kmenem virem. Vakcinace dosud neinfikovaných březích prasnic má za následek transplacentární přenos a kongenitálně infikovaná selata se rodí bez klinických příznaků.
Informace z terénního použití těchto vakcín udávají, že dochází k přenosu vakcinačního kmene viru na nevakcinované prasnice a u těchto zvířat je prokazována sérokonverze. Je také zaznamenán přenos vakcinačního kmene viru mezi dvěma chovy včetně klinické manifestace doprovázené poruchami reprodukce. V těchto případech je klinická manifestace vyvolána přes prasnice pasážovaným vakcinačním kmenem, který změnil svoje biologické vlastnosti a zvýšila se u něho virulence.
V experimentálních podmínkách je chráněnost skupiny vakcinovaných prasnic živou vakcínou téměř úplná, pokud je ke kontrole účinnosti, tedy k čelenži, použit homologní virus, tj. takový, který byl použit jako rodičovský kmen při výrobě vakcíny. Pokud je k čelenži použit heterologní kmen, je skupina vakcinovaných prasnic chráněna jen částečně a na individuální bázi může být tato chráněnost úplná, dílčí nebo zcela chybí. V současné době není znám žádný způsob, jak předpovědět, zda dojde nebo nedojde ke zkřížené imunitní chráněnosti. Obecně se však ukazuje, že čím je delší interval mezi vakcinací a následnou čelenží, tím více se může uplatnit zkřížená imunitní reakce.9 To je kritický okamžik při prevenci a kontrole PRRS.26,27
Inaktivované vakcíny (KV): Jsou dosud prozkoumány podstatně méně než MLV. V současné době začínají být zajímavým novým fenoménem v profylaxi tohoto syndromu v evropských chovech. Po imunizaci těmito vakcínami nedochází k viremii, přenosu ani reverzi použitých virů. V experimentálních podmínkách je u některých zvířat detekován nárůst titru protilátek po opakované „booster“ dávce. Při čelenži homologním virem je prokazována dostatečná klinická protekce u většiny zvířat. Ukazuje se, že různý počet vakcinovaných zvířat nadále vylučuje čelenžní virus, ale po opakovaných dalších vakcinacích je zaznamenána tendence postupného snižování cirkulace terénního viru a jsou známy i případy jeho úplného vytlačení z vakcinované populace. Terénní studie většinou udávají, že inaktivované vakcíny vedou k významné redukci klinické manifestace a ke zlepšení reprodukční užitkovosti prasnic.
Velmi povzbudivé jsou také výsledky, kdy ve vakcinačním schématu bylo použito inaktivované vakcíny po předchozí aplikaci živé atenuované vakcíny. Je zaznamenána rychlejší tvorba SN protilátek a intenzivnější lymfocytární proliferativní odpověď. To by v praxi mohlo znamenat po dalším důkladném prověření změnu vakcinačního schématu ve smyslu kombinovaného použití obou typů vakcín.
Úsilí světové vědecké základny se soustřeďuje zejména na dvě oblasti: 1. na adjuvans (cytokiny a imunoaktivní peptidy) a 2. na konstrukci vlastní vakcíny – antigenu (nukleová kyselina, deleční – mutované viry a viry nebo subjednotkové struktury naváděné bakteriálními nosiči). Dosud byla prověřována vakcína složená z proteinu GP5, který je hlavní složkou obalu virionu. Tento protein je spojován s protektivní imunitní odpovědí organismu. Jeho samostatné podání však nevyvolalo u prasat tvorbu neutralizačních protilátek, nedošlo k ní ani po podání samotného interleukinu IL-12 a dobrých výsledků nebylo dosaženo ani při kombinaci s inaktivovanou vakcínou.7,28
Kontrola a prevence
V současné chovatelské praxi je ve většině zemí světa velmi obtížné, a to z důvodů ekonomických a také v důsledku chovu zvířat s velkými koncentracemi, zajistit beze zbytku zoohygienická a veterinární opatření na takové úrovni, aby nedocházelo k dalšímu šíření tohoto onemocnění. V řadě chovatelsky vyspělých zemí je ekonomika chovu prasat nadřazena obecným zásadám dodržování dobrého zdravotního stavu prasat. Onemocnění PRRS je oproti jiným onemocněním prasat zvláštní zejména v interakci viru s hostitelským organismem, neboť dochází k chronické infekci, objevuje se dlouhodobé vylučování viru, dochází k šíření viru semenem chovných kanců a zkřížená imunitní ochrana nemá protektivní charakter. Při přenosu onemocnění mezi chovy se uplatňuje řada vektorů. Onemocnění se vyskytuje především v oblastech s vysokou koncentrací prasat. Při kontrole tohoto onemocnění je třeba dodržovat všechna známá veterinárně-zoohygienická opatření, která omezují šíření viru a klinickou manifestaci onemocnění.
Existují příklady chovů, které se i přes původní epidemické rozšíření PRRSV úspěšně navrátily k původní produkci a některé se dokonce staly viru prosté. Společné pro všechny tyto chovy je, že dokázaly změnit posun jednotlivých kategorií prasat, zavedly turnusový systém a systém all-in, all-out a získaly tak kontrolu nad šířením viru v chovném stádu. Tato strategie zahrnuje zabránění míchání prasat z různých zdrojů (přesuny) a zavedení systému ošetření celé skupiny zvířat tak, jako by se jednalo o jedno prase (současná medikace, vakcinace, zoohygienická opatření).
Většinou je tyto systémy možné uplatnit v chovatelské praxi v menších chovech prasat. Ukazuje se, že ekonomická stabilizace PRRS zamořených chovů je závislá na udržení zdravotní stability základních chovů prasnic. Pokusy o zvládnutí PRRS pomocí terapie prasat se ukázaly jako zcela neúspěšná strategie. To může být způsobeno také tím, že k nástupu protektivní imunity proti PRRSV dochází za delší dobu. V praxi je obtížné vakcinovat prasata s velkým časovým předstihem, aby se mohla plně vyvinout protektivní imunita dříve, než dojde ke kontaktu s virem. Navíc ve srovnání se základním stádem prasnic jsou rostoucí prasata mladších kategorií častěji přemísťována, tvoří se nové skupiny a tak tato zvířata přichází do kontaktu s prasaty z jiných nákazových zdrojů. Z výše uvedených charakteristik tohoto onemocnění se většina veterinářů a chovatelů snaží řešit tyto problémy zavedením depopulace chronicky infikovaných chovů a změnou přesunů prasat.
Eliminace PRRSV je dvoustupňový proces:
A) Stabilizace stáda prasnic – rozumí se základní stádo prasnic bez klinických projevů onemocnění a cirkulace viru mezi jednotlivými zvířaty. Zavedení hromadné vakcinace je jedno z možných řešení k dosažení tohoto cíle. Prasnice stabilizovaného základního stáda pak produkují negativní selata pocházející od vakcinovaných prasnic a dochází k zastavení přenosu viru na nově doplňované neinfikované prasničky. Prasata infikovaná terénním virem PRRS mohou být nosiči viru po dlouhou dobu. Dále je třeba zabránit horizontálnímu a vertikálnímu přenosu do stáda – reinfekci. Tento stav může být testován pomocí PCR metody, a to vyšetřením vzorků krevního séra získaného od selat. Je také používána testace pomocí ELISA, kdy se vyšetřují zvířata ve skupině březích prasnic, k nimž byla záměrně přiřazena vnímavá prasata (kontaktní prasata bez protilátek). Tato sérologická sledování jsou prováděna v měsíčních intervalech a pomocí tohoto systému je možno kontrolovat případnou cirkulaci viru ve stádě.
B) Dalším krokem, který je třeba učinit a který vede k eliminaci PRRSV v chovu je zabránění šíření viru na rostoucí kategorie prasat. V této fázi je možno použít vakcinace, zvládnutí přesunů prasat, aby nedošlo k jejich míchání – jednosměrný posun příslušné kategorie prasat a dodržování chovatelsko-organizačních protinákazových pravidel.29
Další možnosti eradikace:
Vakcinace a uzávěra stáda: Intenzivní vakcinace s následně provedenou revakcinací v intervalu 3 měsíců. Při vakcinaci je doporučováno měnit injekční jehlu po každé aplikaci. Obrat stáda je třeba beze zbytku uzavřít.
Izolace – karanténa – adaptační fáze nakupovaných prasniček a kanců před zařazením do základního stáda je další možností při kontrole a prevenci PRRS. Nově nakoupená a do chovu zařazená zvířata jsou největším rizikem, které se uplatňuje při zavlečení nemoci do chovu. Doba adaptační fáze je závislá na statusu dodavatele a příjemce zvířat. Zpravidla se pohybuje v rozmezí 6 – 8 týdnů. Cílem této izolace je testovat nakoupená prasata a zjistit jejich případnou sérokonverzi, a to v době, než budou zařazena do základního stáda. Pokud nakupovaná zvířata prokazatelně pochází z chovů prostých PRRS, pak tato adaptační fáze může být kratší, a to 4 – 6 týdnů.
V zemích s enzooticky rozšířeným PRRS je zapotřebí karanténu nově nakoupených zvířat z hlediska délky jejího trvání modifikovat. Pokud zvířata pocházejí ze zamořených chovů, je k adaptační fázi zapotřebí delší doba. V těchto případech dochází v průběhu dlouhodobější karantény ke stabilizaci zdravotního stavu, vytvoření protektivní imunity a zastavení vylučování viru dříve, než budou prasata zařazena do základního stáda. U jednotlivých zvířat v zamořeném chovu ovšem může trvat několik měsíců, než dojde ke ztrátě cirkulace viru. V praktických podmínkách v těchto případech není možné karantenovat postižená prasata po tak dlouhou dobu. V řadě zemí se uplatňuje při řešení této situace nákup selat jako budoucího chovného materiálu již v období jejich odstavu. Je předpoklad, že v době po odstavu, tedy ve fázi odchovu selat, dochází k šíření infekce zejména horizontálním přenosem mezi selaty v kotci nebo sekci. Pokud se uplatňuje turnusový systém chovu, může vymizet stadium vylučování a selata jsou pak vhodná k ustájení v separovaných odchovnách. Ale i v této situaci je příležitostně možné, že některá selata jsou aktivními vylučovateli viru. Tento stav je navozen různým stupněm kolostrální imunity v populaci chovaných prasnic a jejich selat. Kolostrální protilátky od séropozitivních prasnic napomáhají potlačení klinického účinku kongenitální nebo neonatální infekce PRRSV a v praxi může docházet k různému stupni inhibice stupně šíření viru ve skupině prasat. Namísto rychlého šíření viru ve skupině selat dochází k tzv. „doutnání“, což má za následek malý počet přenosů viru mezi některými selaty. Tato selata však po zařazení do nového chovného stáda mohou virus vylučovat a tím ho v chovu šířit.30
Další možností je nakoupení selat ze zamořených chovů, která jsou však klinicky zdravá a stádo je možno označit za stabilizované. V těchto chovech je počet selat vylučujících virus nižší a nákupem takovýchto odstávčat se riziko přenosu značně snižuje. I když tento postup přináší podstatně nižší rizika přenosu infekce, pro producenty prasat ve výkrmu je zpravidla obtížné (ekonomicky i organizačně) nakupovat budoucí chovné prasničky již ve věku těsně po odstavu. Někteří producenti proto nakupují starší selata z PRRS stabilních chovů a v karanténě je mají po dobu 8 týdnů. Před zařazením do chovu jsou zvířata vyšetřena sérologicky. Pokud je tato skupina selat sérologicky negativní a klinicky nejsou zjištěny žádné poruchy zdravotního stavu, jsou tato zvířata označena za stabilní a mohou být zařazena do chovu. Tento postup bývá úspěšný v případech, že jsou selata nakupována z jiných chovů. Pokud se některé chovy pokusily navázat na tuto úspěšnou strategii se selaty z vlastní produkce, došlo v těchto chovech již za několik let k dalšímu enzootickému vzplanutí PRRS. Ukazuje se, že tento postup nemusí být dlouhodobě stabilní. V praxi je však mnoho dalších možností a komplikujících faktorů. Nové epizootické vzplanutí může být způsobeno novým typem viru (mutace), který se šíří v subpolulaci vnímavých prasat.
V některých případech potřebuje chovatel nakoupit prasata z chovu negativního do chovu PRRS zamořeného. V těchto případech je možno zvolit kombinaci karantény a aklimatizační fáze, tj. vystavit nově nakoupená prasata enzootickým patogenům, které cirkulují ve stávajícím stádě. S ohledem na onemocnění PRRS je možno využít několik přístupů.31 Jedním z nich je použití vyřazených zvířat ke kontaktu s negativními nakoupenými. Nebo je možno využít tzv. zpětnou vazbu, kdy je nově zařazeným zvířatům umožněn kontakt s infikovaným prostředím a stájovým zařízením, s předpokladem, že dojde k jejich infekci PRRS a tak k vytvoření protektivní postinfekční imunity.
Další možností je použití vakcinace pro PRRS negativní zástav selat. Všechna nakoupená selata jsou při vstupu do karantény vakcinována. V těchto případech se adaptační fáze obecně doporučuje v délce 8 týdnů. Tato délka karantény redukuje možnost přenosu živého vakcinačního viru a umožní rozvoj dostatečné imunitní odpovědi u vakcinovaných selat včetně jejich klinické chráněnosti. Rozsah této protektivity je však velmi obtížné předvídat.
V posledních několika letech bylo vytvořeno mnoho postupů a strategií, při kterých se používá vakcinace živými atenuovanými vakcínami nebo inaktivovanými vakcínami. V praxi však existuje mnoho zastánců, ale i odpůrců každé navrhované vakcinační strategie. Tento odlišný přístup k vakcinaci vychází ze zjištění:
1) Je velmi obtížné vytvořit univerzální a obecně platný systém kontroly a prevence.
2) Je téměř nemožné srovnat výsledky ve vakcinaci provedené na experimentální úrovni s terénními zjištěními. Výzkumné výsledky účinnosti vakcín jsou demonstrovány jako velmi dobré, avšak skutečná terénní zjištění mohou dokládat, že vakcinace nebyla úspěšným postupem v zabránění těžkých ztrát v postiženém chovu. Je to pravděpodobně způsobeno antigenní odlišností vakcinačního kmene a terénních kmenů, které v příslušné populaci zamořeného chovu cirkulují.
3) Je velmi významné udělat všechno dosud známé proto, abychom zabránili zavlečení PRRSV do chovu.27
Depopulace a repopulace chovu PRRS negativními zvířaty je ekonomicky velmi nákladné opatření, ale relativně rychlá možnost, jak získat statut chovu prostého PRRS. Méně nákladná, ale déle trvající je také možnost vyřazovat prasata na základě sérologické testace a tímto postupem původně zamořený chov postupně ozdravit.22 Při ozdravovacím programu a získání statutu chovu prostého PRRS je třeba věnovat velkou pozornost prevenci, aby nedošlo k opětovnému zavlečení viru do stáda. Pokud jsou preventivní opatření nedostatečná a dojde k opětovnému zavlečení viru, infikuje se znovu celé stádo, včetně možné klinické manifestace.
Pro nejbližších několik let jsou preferována dvě možná řešení. Jedním je eradikace PRRS v chovu a druhým je imunitní ochrana prasnic vakcínami, které budou významným způsobem oproti současně dostupným vakcínám inovovány. Je však všeobecně uznáváno, že v systému s vysokou koncentrací prasat v průmyslovém výkrmu jsou možnosti v eradikaci onemocnění dosti omezené. Používá se například metoda T&R – Test And Removal, která využívá brakace pozitivních prasat, kdy jsou zvířata testována v jeden den odběrem vzorků krve nebo semene kanců. Pozitivní zvířata za použití testu ELISA a přímého průkazu viru PCR jsou bezprostředně po analýze z chovu vyřazena. Jalové prasnice jsou vyřazeny na jatky, březí prasnice jsou přemístěny na izolovanou farmu, kde proběhnou porody.32 Veškerá laboratorní testace je prováděna v jednoměsíčním intervalu. Jako ELISA pozitivní byla hodnocena hladina 0,4 a vyšší. Pro každé zvíře byla použita nová sterilní jehla k odběru krve. Pro PCR testaci byly použity vždy tři směsné vzorky a 1 ml od každého vzorku byl uschováván při -70 °C. Prasata PCR a ELISA pozitivní byla považována za aktivně viremická v den odběru. Zvířata ELISA pozitivní, ale PCR negativní byla považována za infikovaná PRRSV, ale nikoli akutně viremická. ELISA negativní a PCR pozitivní byla ta zvířata, která byla čerstvě infikována. Všechna tato zvířata byla vyřazena z farmy do 2 dnů po obdržení laboratorních výsledků. Prasata negativní v obou testech byla považována za neinfikovaná a byla ponechána v chovu. V letech 1998 – 2002 byla metoda T&R uplatněna na 30 farmách o velikosti 300 – 3000 prasnic (průměr 1500 prasnic) na středozápadě USA. Tato metoda byla vyhodnocena jako vysoce účinná při eliminaci PRRS v chovných stádech prasat.
Závěr:
1) PRRS je ekonomicky velmi závažné onemocnění prasat, rozšířené ve všech chovatelsky vyspělých zemích světa.
2) Virus se vyskytuje ve dvou hlavních genotypech – americký, který způsobuje závažné ztráty v chovech prasat a evropský, který je ve svých klinických projevech značně variabilní. Může způsobovat těžké klinické změny, ale také velmi mírné postižení, anebo infekce probíhá bez klinické manifestace.
3) Vakcinace dosud nezajišťuje zcela plnou protektivní ochranu před klinickou manifestací. Velmi nízká je a nebo zcela chybí dostatečná imunitní chráněnost proti heterologním typům viru. Pokud se vakcinační a terénní virus antigenně shodují, je vakcinace jediné účinné opatření ke snížení ekonomických ztrát v chovatelských regionech s enzootickým rozšířením PRRSV. V praxi se používají živé atenuované a inaktivované vakcíny.
4) Eradikace je možná při dodržení velmi náročných veterinárně-zoohygienických podmínek, kontrole přesunů selat a zabránění přenosu infekce do dosud zdravých chovů nebo reinfekce do chovů, které byly ozdraveny a získaly statut chovů PRRS prostých.
Poznámka
Toto rewiev označené Reprodukční a respirační syndrom prasat (PRRS) je poslední ze série publikované ve Veterinářství. První sdělení na téma Chřipka prasat bylo publikováno ve Veterinářství č. 9/2003, druhé sdělení Syndrom multisystémového chřadnutí selat po odstavu bylo publikováno ve Veterinářství č. 10/2003.
Tyto tři části informací byly zpracovány na základě referátů publikovaných na 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, které se konalo v Římě od 29. června do 2. července 2003. Na tomto mezinárodním sympoziu bylo publikováno celkem 59 sdělení o Reprodukčním a respiračním syndromu prasat (PRRS), 49 sdělení na téma Syndrom multisystémového chřadnutí selat po odstavu (PMWS) a 20 sdělení na téma Chřipka prasat.
O přesném ekonomickém dopadu PMWS se ve světě stále ještě diskutuje. Je však jasné, že toto onemocnění se nedávno vynořilo jako nový klinický problém v chovech prasat po celém světě. Chřipka prasat je známa již přes 80 let, ale nedávno se znovu objevila jako závažný problém v důsledku evoluce nového charakteru a subtypů.
Název mezinárodního sympozia, který je možno přeložit jako „Nově a nebo znovu se objevující onemocnění prasat“ bylo v Římě v pořadí již čtvrtým setkáním, která začala již více než před desetiletím. Jeho účelem, stejně jako u předešlých tří sympozií, bylo poskytnout nejaktuálnější informace o virových onemocněních prasat, která se nedávno nebo relativně nedávno objevila jako významná ekonomická hrozba pro producenty prasat celého světa. První sympozium se konalo v St. Paul, USA, v roce 1991 a bylo zaměřeno na znalosti o tlumení Aujeszkyho choroby, o onemocnění které bylo známé již desítky let, ale jehož výskyt významně vzrostl zejména v některých zemích v nedávné minulosti. Druhé sympozium se konalo v Kodani, Dánsko, v roce 1995 a zabývalo se jak Aujeszkyho chorobou, tak i nově PRRS. Téma PRRS bylo zařazeno kvůli klinickým a ekonomickým dopadům tohoto onemocnění a kvůli skutečnosti, že se rozšířilo po celém světě od jeho prvního objevení se v roce 1987 ve Spojených Státech. Třetí sympozium se konalo v Ploufraganu, Francie, v roce 1999 a pokračovalo v zaměření na Aujeszkyho chorobu a PRRS. Čtvrté sympozium, ze kterého byla zpracována rewiev pro Veterinářství se konalo v Římě, Itálie, v roce 2003. Na tomto sympoziu bylo rozhodnuto, že následující sympózium se bude konat v roce 2007 v Polsku.
Literatura:
Všechny literární údaje jsou publikovány v Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome 2003:288.
1. Del Piero F., Hoffman V., Dyers R. Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus Pneumonia and Encephalitis in Three-Week–Old Pigs. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:90.
2. Martelli P., Cordioli P., Fallacara F., Terreni M., Cavirani S. Genetic Diversity (ORF5) of PRRSV Isolates From a Herd with SAMS. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:56-57.
3. Nauwynck H., Vanderheijden N., Delputte P., Pensaert M. Entry Process of Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus in Porcine Alveolar Macrophages. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:93.
4. Wellenberg G. J., Stockhofe-Zurwieden N., Boersma W., Elbers A., de Jong M. Infections of European- and American-Type Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Viruses in PMWS Affected Pigs: A Case-Control Study. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:71-72.
5. Murtaugh M. P., Wees C. E., Johnson J. E., Dwan C., Faaberg K. S. Molecular Evolution of Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV) Envelope Glycoprotein. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:60-61.
6. Martelli P., Cordioli P., Fallacara F., Gozio S., Terreni M., Cavirani S. A Follow Up Study of Recurrent Acute PRRS (atypical PRRS-SAMS) and Genetic Variation of ORF5. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:75-76.
7. Fernandez A., Prieto C., Vázquez A. et al. Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV) Envelope GP5 Protein Fails To Protect Pigs Against PRRSV, Dpto. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:79-80.
8. Mengeling W. L. How Viruses Change. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:3-8.
9. Ferrari M., Tosini A., Corradi A., Borghetti P., Scalvini A.: Experimental Infection with a Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV) Strain with Relevant Genomic Mutations in the ORF5 M Region. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:43-44.
10. Stadejek T., Stankiewicz I., Pejsak Z. Concurrent Circulation of PRRSV-EU and PRRSV-US Within Swine Herd in Poland. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:67-68.
11. Prieto C., García C., Álvarez E. et al. Temporal Shedding and Persistence of Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus Infection in the Boar. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:64-65.
12. Dastig B., Schmoll F., Lang Ch. et al. Detection of Pathogens in Aborted Foetuses and Stillborn Piglets, 1II. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:88-89.
13. Nielsen J., Bøtner A., Aasted B. et al. In Utero Infection with PRRSV Affects Immune Functions of Surviving Piglets. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:47-48.
14. Kristensen C. S., Bøtner A., Nielsen J. P., Jorsal S. E. Airborne Transmission of Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus Between Pig Units Located At Close Range. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:102-105.
15. Dee S., Otake S., Rossow K., Moon R., Pijoan C. Transmission of PRRSV by Individual Houseflies (Musca Domestica). In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:53.
16. Dee S., Otake S., Rossow K., Moon R., Pijoan C. Evaluation of Mosquitoes (Aedes Vexans) as Biological Vectors of PRRSV. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:54.
17. Lager Kelly M. Vaccinology Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome: Control and Vaccinology. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:29-36.
18. Jacobson L., Rossow K., Pijoan C. Developing a Model to Re-Evaluate Aerosol Transmission of PRRSV Aerosol Transmission of PRRSV. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:39-40.
19. Xiao Z., Murtaugh M. P., Johnson C. R., Batista L., Dee S. A. Immunity to Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV): Systemic and Local Responses in Acute and Persistent Infection. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:45-46.
20. McCaw M., Roberts J., Laster S., Hadley L., Erickson G. Characterization of PRRSV Antibody and RTPCR Responses Following Repeated Exposures and Then Challenge with Homologous Wild-type Virus. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:81-82.
21. Suradhat S., Thanawongnuwech R. Upregulation of Il-10 Gene Expression in the Peripheral Blood Mononuclear Cells (Pbmc) of Pigs Infected with Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV). In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:83-84.
22. M. _tukelj, Z. Valen_ak: The Role of Serology in PRRS control. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:125.
23. Borghetti P., De Angelis E., Miduri F. et al. Intradermal and intramuscular Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome (PRRS) Vaccination in Piglets: Changes of Peripheral Lymphocyte Subpopulations. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:77-78.
24. Cook D. L., Kruse F., Phillips R. et al. Pulse 200 Effective Application Method for PRRS Vaccine in Bilte. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:134.
25. Kovacs F., Schagemann G. Efficacy of Ingelvac® PRRS MLV Against European Isolates. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:111-112.
26. Roof M. B., Vaughn E. M., Burkhart K. M., Faaberg K. S. Efficacy of Modified Live Virus Porcine Reproductive and Respiratory Virus Vaccines Against Heterologous Respiratory Challenge. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:117-118.
27. Gillespie T. G., Carroll A. L. Techniques for PRRSV Elimination Utilizing Modified Live Virus Vaccines on Single-Site Swine Farms. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:127-128.
28. Nilubol D., Thacker B. J., Harris D.L., Thacker E. L. PRRSV Vaccination Study: Interleukin-12 To Enhance Killed Vaccine Immunity and Combined Vaccination with Modified Live and Killed Vaccines. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:113-114.
29. Dee S. Observations Following the Application of Multiple Strategies To Control PRRSV Transmission in 3-2500 Sow Breeding Herds. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:119-120.
30. Philips R. C., Dee S. A. Evaluation of Mass Vaccination and Unidirectional Flow for Elimination of PRRS. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:129.
31. Giovanardi D., Pesente P., Sperati Ruffoni L., Sandri G. P., Campagnari E., Motta C. A Testing Procedure To Evaluate Gilts’ PRRSV Acclimatization. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:121-122.
32. Dee S. Elimination of PRRSV By Test & Removal: A Summary of 30 Farms. In: Proceedings – 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases, Rome, 2003:126.
Adresa autora:
Doc. MVDr. Josef Drábek, CSc.
Klinika chorob prasat FVL VFU Brno
Palackého 1 – 3
612 42 Brno
