Progresivní atrofická rinitida prasat – review

V. DUBANSKÝ, J. DRÁBEK Fakulta veterinárního lékařství Veterinární a farmaceutické univerzity Brno Veterinářství 2002;52:81-86.

Motto: Toxigenní kmeny P. multocida se snadno přenášejí na lidi. Platí to i naopak. Nemocný člověk snadno nakazí prasata.
Donnio P. Y., Nielsen J. P.

SOUHRN
Dubanský V., Drábek J. Progresivní atrofická rinitida prasat – review. Veterinářství 2002;52:81-86.
Práce je součástí většího souboru, jehož cílem je seznámit praktické veterinární lékaře s novým pohledem na „starou“ nákazu. Předkládaná třetí část se zabývá etiologií i antigenní strukturou Pasteurella multocida, epizootologií, patogenezí, klinickými příznaky a pato-anatomickými změnami při progresivní atrofické rinitidě prasat.

SUMMARY
Dubanský V., Drábek J. Progressive atrophic rhinitis. Veterinářství 2002;52:81-86.
Third part of a series of articles published to inform veterinary practitioners of new aspects of the “well-known” disease. Part III deals with aetiology, antigenic structure of Pasteurella multocida, pathogenesis, epizootiology and describes clinical signs and post-mortem findings of progressive atrophic rhinitis of swine.

Progresivní atrofická rinitida prasat (PAR – Progressive Atrophic Rhinitis of Swine) je vyvolána toxigenními kmeny Pasteurella multocidabuď samostatně, nebo v kombinaci se sekundární mikroflórou, z níž se nejčastěji uplatňuje Bordetella bronchiseptica. Onemocnění se projevuje kýcháním, ztíženým dýcháním (sípáním – odtud český název „sípavka“), nereverzibilní atrofií konch, deviací nosní přepážky, zkrácením horní čelisti, zpomaleným růstem a krvácením z nosu.
Nicméně u prasat se může PAR vyvíjet a přenášet i tehdy, když se projevuje pouze mírnými klinickými příznaky, nebo dokonce i v případě, kdy onemocnění probíhá zcela inaparentně. O tom, zda je chov zamořen nebo je prostý nákazy, rozhoduje přítomnost toxigenní Pasteurella multocidav organismu prasat, a to bez ohledu na aktuální klinický stav.1

Etiologie
Morfologie: Pasteurella multocidaje nepohyblivá, gramnegativní nesporulující tyčka nebo kokobacil (0,3 – 0,5 až 1 – 1,5 µm). U kmenů izolovaných z patologicky změněných tkání se většinou jedná o krátké tyčky nebo polymorfní útvary. Kmeny Pasteurella multocida izolované z horních cest dýchacích mohou mít dokonce vláknitý tvar. V mladých kulturách převažují kokoidní tvary s pouzdrem. Ve starších kulturách se zjišťují spíše protáhlé útvary. Jsou gram-negativní, ale lépe se barví např. toluidinovou modří. Centrální část bývá méně zbarvená, zatímco okrajové části jsou zvýrazněny (jedná se o tzv. bipolární barvení). Tato vlastnost zvlášť vyniká v orgánových roztěrech barvených Giemsou.
Kultivace: Pasteurella multocida roste lépe na půdách s přídavkem krevního séra nebo krve. Optimální teplota je 37 0C, při pH 7,2 – 7,4. Hladké (S-formy) kolonií se získávají z akutních případů onemocnění, drsné (R-formy) se zjišťují u pasážovaných starších kmenů a mukoidní (M-formy) bývají častěji izolovány z chronicky probíhajících bronchopneumonií. Na Mac Conkeyově a Simons citrátovém agaru Pasteurella multocida neroste.
Antigenní struktura: Na základě termostabilního glycido-lipido-polypeptidového O antigenu bylo zatím stanoveno 16 sérovarů. O-antigen má imunizační vlastnosti a je toxický pro myši. Kmeny Pasteurella multocida v růstové fázi S, popřípadě M, obsahují kapsulární antigen. Označují se písmeny A, B, C, D, E, F a určují jednotlivé biovary. Vzhledem k tomu, že v poslední době byla popsána řada dalších kapsulárních antigenů, jsou tyto biovary nově označovány čísly. Každý biovar lze relativně přesně určit fenotypicky, a to na základě biochemických vlastností. U drůbeže je tak možno detekovat 10 biovarů (1 – 10), přičemž biovar 3 odpovídá staršímu označení biovar A, biovar 1 je dřívější biovar B, biovar 2 odpovídá biovaru C a biovar 10 označuje dřívější biovar D.2 U prasat jsou kapsulární biovary označovány čísly 1, 2, 3, 8, 12, 13 a 14.3
Atrofii konch vyvolávají u prasat jen toxigenní kmeny bakterií, tzn. kmeny, které tvoří exogenní dermonekrotický toxin. Jsou to především kmeny:
a) Bordetella bronchiseptica, které vyvolávají neprogresivní atrofickou rinitidu (tzn. částečnou atrofii konch, u níž může dojít k restituci poškozené tkáně).
b) Pasteurella multocida, které jsou původci progresivní atrofické rinitidy. Při tomto onemocnění je poškození konch, nosní přepážky i kostí horní čelisti tak intenzivní, že se jedná o ireverzibilní změny, u nichž již nedochází k restituci poškozené tkáně.
První zprávy o tom, že atrofii konch vyvolává působení toxinu produkovaného bakteriemi kolonizujícími konchy, pochází z Ruska.4 Časem byly vypracovány testy hodnotící účinek tohoto dermonekrotického toxinu (DNT):
1) Na kůži morčat (dermonekrotické změny větší než 5 mm se hodnotí za 48 hodin po intradermální inokulaci 0,1 ml bakteriálního extraktu).
2) Testy letality na myškách (po intraperitoneální aplikaci bakteriálního extraktu myškám linie BALB/C dochází za 3 – 7 dní k úhynu).
3) Experimentální infekce selat. Po intranazální aplikaci dermonekrotického toxinu Pasteurella multocida biovaru D nebo A dochází k atrofii konch. V důsledku intraperitoneální aplikace se zjišťují kromě atrofie konch i degenerativní změny tkáně jater a močového aparátu.4-7
Společnou nevýhodou uvedených testů je skutečnost, že k rozlišení toxigenních a netoxigenních kmenů B. bronchiseptica a P. multocida bylo nutno používat selata nebo laboratorní zvířata. Testy na myších se supernatanty kultur vyrostlých přes noc (tzn. s bakteriálními extrakty) jsou relativně málo citlivé. Myši mohou navíc uhynout i po infekci netoxigenních kmenů, zejména když zůstane ve filtrátech malá část neusmrcených bakterií. V důsledku toho vznikají falešně pozitivní výsledky. Při dermonekrotických testech na kůži morčat je možno vyzkoušet vždy jen několik kmenů, protože v důsledku kumulativního účinku toxického materiálu morčata hynou. Proto byla vyvinuta alternativní metoda k určování toxigenních kmenů P. multocida a B. bronchiseptica, a to na základě jejich toxického účinku na buňky tkáňové kultury (TK), připravené z buněk plic bovinních embryí. Tato metoda detekce je tisíckrát až desetitisíckrát citlivější než test letality prováděný na myškách. V testu na myškách specifické protilátky v ředění 1 : 20 neutralizují 6 – 20 LD50 toxinu. V testu prováděném na TK stejné ředění séra neutralizuje 1000 TCD50. Použití TK navíc umožňuje i titraci antitoxinogenních protilátek jak vůči toxigenním kmenům B. bronchiseptica, tak P. multocida.8
Vnímavost prasat k působení toxinogenních kmenů je závislá na věku. Zatímco u kmenu B. bronchiseptica vzniká hypoplazie konch pouze u mladých selat (do 6 týdnů věku), toxinogennní kmeny P. multocida vyvolávají atrofii konch až do věku 3 měsíců. Většina kmenů produkujících dermonekrotický toxin (DNT) patří ke kapsulárnímu fenotypu (biovaru) D a menší část k biovaru A. Tvorba DNT je vázána na přítomnost tzv. tox A genu. Je lokalizován pouze v chromozomu toxinogenních kmenů a kóduje tvorbu proteinů 143 kD. Tox A gen lze klonovat a exprimovat v E. coli. Protein 143 kD je možno specificky detekovat anti-toxinogenními protilátkami (anti-PMT Ab)9 nebo polymerázovou řetězovou reakcí (PCR) a dále tzv. „Southern hybridizací“.10 Pomocí skanovacího elektronového mikroskopu bylo zjištěno, že toxin je lokalizován v cytoplazmě bakterií P. multocida subsp. multocida. Není ho možno proto detekovat na povrchu intaktních a nepoškozených bakterií. Uvedené toxinogenní kmeny nemají bičíky ani tzv. pili.11 Mutanty, které vznikají delecí určitých regionů v sekvenci aminokyselin tox A genu se patrně v budoucnu uplatní při výrobě vakcín, protože nevykazují toxigenní aktivitu a zachovávají si přitom schopnost indukovat specifické anti-DNT protilátky.12
Dermonekrotický P. multocida toxin (PMT) je termolabilní. Úplně se inaktivuje 30minutovým zahříváním na teplotu 70 0C. Jeho toxigenní účinnost se rovněž snižuje působením proteolytických enzymů, formaldehydu nebo trypsinu. PMT je možno purifikovat pomocí specifických monoklonálních protilátek.13
Toxigenní kmeny P. multocida byly izolovány nejen u prasat, ale i u řady různých druhů zvířat jako např. u telat, králíků, psů, koček a drůbeže. Později bylo prokázáno, že u telat, kůzlat a králíků po přirozené infekci toxinogenními kmeny P. multocida vzniká onemocnění, které se klinickými příznaky i patoanatomickými změnami velmi podobají sípavce u prasat. U kůzlat, telat a králíků s klinickými příznaky atrofické rinitidy byly z nosní dutiny izolovány toxigenní kmeny P. multocida. U kůzlat, jehňat, telat a králíků je možno vyvolat onemocnění s typickými klinickými i patoanatomickými změnami i na základě experimentální infekce.
Pokud se např. jehňatům aplikuje intramuskulárně (i. m.) dermonekrotický toxin (v dávce odpovídající 100 myších LD50), objeví se nejen mukopulurentní výtok z nosu doprovázený horečkou, ale i odpovídající patomorfologické i patohistologické změny. Viditelné patomorfologické změny jsou charakterizovány bilaterální atrofií ventrálních konch, asymetrií konch a rozšířením nosních průduchů. Navíc dochází i k poškození jaterního parenchymu. Počáteční histologické změny se vyznačují ztenčením, atrofíí a perforací konch. Později dochází k degenerativním a osteofibrózním procesům doprovázeným fragmentací kostní tkáně konch. Je vyvolána nekrózou osteocytů, proliferací osteoblastů a osteoklastů.
Uvedené změny zjišťované na základě experimentální infekce jehňat jsou srovnatelné s patomorfologickými a histologickými změnami, které vznikají po experimentální i přirozené infekci u prasat, králíků, kůzlat a telat. Navíc bylo prokázáno, že nákaza je přenosná i na člověka, u něhož se mohou vyvíjet obdobné patoanatomické změny jako u prasat.
Na základě porovnání dermonekrotického toxinu kmenů pasteurel izolovaných z různých druhů zvířat (prasat, jehňat, králíků, potkanů, koček, drůbeže) a lidí bylo zjištěno, že vykazuje stejné vlastnosti. Dokonce i bakterie, které nepatří k druhu P. multocida subsp. multocida, dokáží produkovat dermonekrotický toxin. Proto je možno usuzovat, že DNT pocházející z různých druhů zvířat je patrně kódován stejným genem (tox A gen).
Na základě zjištění výskytu asymptomních bacilonosičů toxigenních P. multocida u různých živočichů (např. u skotu, drůbeže, ovcí, potkanů, koček, psů a králíků) není vyloučeno, že se prasata mohou nakazit od všech jmenovaných zvířat a zejména pak od nemocných lidí. Např. toxigenní kmeny P. multocida izolované z krůťat vyvolávají u gnotobiotických selat velmi intenzivní atrofii konch. Nicméně toxigenní kmeny P. multocida izolované ze změněné plicní tkáně ovcí kolonizují nosní sliznici prasat jen částečně, a dokonce ani při koinfekci s B. bronchiseptica nedokáží u prasat vyvolat typickou progresivní atrofickou rinitidu.
Zvlášť důležitým zjištěním je skutečnost, že toxigenní kmeny P. multocida izolované od nemocných lidí, u nichž vyvolávají záněty nosní sliznice, nosních sinů, mandlí, pleury, slepého střeva nebo pasteurelovou septikemii, jsou plně patogenní pro prasata. Platí to i naopak. Lidé se mohou snadno nakazit od nemocných prasat.
Ze všech zde uvedených nových poznatků vyplývá, že je třeba považovat progresivní atrofickou rinitidu vyvolanou toxigenními kmeny P. multocida nejen za onemocnění, kterým se může nakazit řada nejrůznějších druhů zvířat, ale i za velmi nebezpečnou chorobu z povolání. Postihuje především skupiny lidí, které přicházejí často do styku s nemocnými jedinci, tzn. chovatele zvířat, veterinární lékaře, zootechniky, zaměstnance jatek a zpracovatelského průmyslu. Proto je třeba, aby se lidé při manipulaci s prasaty nemocnými progresivní atrofickou rinitidou (zejména s jejími intenzivně probíhajícími klinickými formami) chránili proti aerogenní infekci PAR minimálně obličejovou rouškou.14-20
Citlivost a perzistence toxigenních kmenů P. multocida v zevním prostředí. V hnoji a kejdě přežívají původci PAR v závislosti na teplotě přibližně 4 týdny, v rozkládajících se kadaverech až 3 měsíce. V krvi a zmrazených tkáních (-20 0C), stejně jako na agarovém médiu uchovávaném při pokojové teplotě, se udrží v plné virulenci až několik let. Běžné dezinfekční prostředky (jako např. kvarterní amoniové sloučeniny, NaCl, fenoly, jodofory a formalin) pasteurely spolehlivě ničí. Velmi účinný je 0,5% fenol nebo 3,5% krezol. Oba uvedené dezinfekční prostředky devitalizují toxigenní kmeny P. multocida během několika minut.21

Epizootologie
V některých státech USA (např. v Illinois) se atrofické změny konch zjišťují až u 50 – 70 % porážených prasat.22 V dánských a britských chovech se atrofie konch vyskytovala až u 40 % porážených jedinců. V posledních letech však došlo k výraznému poklesu. Ve Velké Británii se prevalence atrofie nosních skořep snížila na 25 %. Uvedené statistiky vycházejí z makroskopického vyšetřování nosních konch porážených prasat. Vysoké procento změn, zjišťované na příčných řezech rypáku však neznamená, že u všech těchto prasat došlo ke klinické manifestaci onemocnění. Mírné atrofické změny konch jsou totiž u prasat ve výkrmu zcela běžné. Mohou být vyvolány řadou nejrůznějších mikroorganismů, mezi jinými i např. Haemophilus parasuis nebo Bordetella bronchiseptica. V porovnání s těmito patologickými nálezy je pro epizootologii PAR mnohem důležitější opravdu prokázat, že původcem těchto atrofických změn jsou toxigenní kmeny P. multocida. Pokud se provádí izolace z nosních výtěrů mladých prasat, P. multocidase zjistí v 0 – 83 % případů. U starších prasat pocházejících ze zamořených oblastí bývá záchytnost 11 – 90 %.23 Podíl izolovaných dermonekrotických kmenů P. multocida subsp. multocida se výrazně zvyšuje v případě použití změněné metodiky izolace. Ta spočívá v předběžném pomnožení uvedených kmenů na myškách. Nosní výtěry se místo přímé kultivace na krevní agar suspendují v 1 ml sterilního fyziologického roztoku. Po několika hodinách inkubace se část suspenze (0,2 ml) aplikuje intraperitoneálně několika myškám. Záchytnost toxigenních kmenů P. multocida se tak zvýší až o 22 %. Zároveň narůstá i možnost detekce asymptomních bacilonosičů.
Při izolaci P. multocida se s výhodou používá i selektivních půd. Obyčejně se jedná o krevní agar s přídavkem krve koní, obohacený o některá antibiotika (např. o 8 µg/ml neomycinu, 3 – 4 jednotky/ml bacitracinu a 100 µg/ml actidionu).24 Nález pokročilých atrofických změn konch a pozitivní výsledek kultivace toxigenních kmenů P. multocida u porážených prasat jsou indikátory označující ty chovy prasat, u nichž s velkou mírou pravděpodobnosti dochází ke klinické manifestaci sípavky. V takových případech se dá předpokládat, že denní přírůstek u prasat ve výkrmu je o 5 – 8 % nižší. Pokud se při porážce navíc prokáží v plicích pleuropneumonické změny, pokles průměrných denních přírůstků může dosahovat 10 – 18 %.25 Nicméně v Nizozemsku byly izolovány toxigenní kmeny P. multocida i u 15 % prasat, která pocházela z plemenných chovů, ve kterých se nikdy nevyskytovaly klinické formy progresivní atrofické rinitidy. K propuknutí onemocnění došlo až za 2 roky po tomto nálezu.26 Byla tak potvrzena známá skutečnost, že v chovech se skupinovým naskladňováním („all-in, all-out“) a s dobrými zoohygienickými parametry ke klinickému onemocnění zpravidla nedochází, a to i přesto, že v nich perzistují původci PAR. Platí to i naopak. V chovech s kontinuálním naskladňováním poroden, odchoven a výkrmu, ve kterých se uplatňují i další stresory (např. nadměrný počet prasat v kotci, velké porodny, špatná hygiena a nedostatečné větrání) dochází ke klinické manifestaci PAR daleko častěji. Z tohoto hlediska jsou zvlášť důležitá zjištění týkající se obsahu čpavku ve stájích. Již pouhých 10 – 25 ppm amoniaku (pokud působí dostatečně dlouhou dobu) dokáže nastartovat degenerativní změny v epiteliálních buňkách konch. Se stoupající koncentrací amoniaku ve vzduchu stájí se zvyšuje i stupeň kolonizace konch a tkání mandlí toxigenními kmeny P. multocida.27
Na zavlečení PAR do chovu se podílejí především asymptomní bacilonosiči. Ke klinickému vzplanutí onemocnění obvykle dochází po nákupu plemenných prasat, a to zejména mladých kanců a prasniček. Toxigenní kmeny P. multocida se nejlépe izolují od starších běhounů nebo mladých prasat ve věku 6 – 12 měsíců. Ve fázi tlumení PAR v chovu je proto nutné přerušit nákup mladých plemenných prasat.28
Hlavním zdrojem nákazy pro mladá selata jsou prasata základního plemenného stáda. Na porodnách bývá infikováno až 10 – 15 % prasnic. Selata pocházející od těchto prasnic se často nakazí již 7. den po narození. Výrazné změny se pak prokáží ve věku 10 – 12 týdnů. Pokud se v chovu zjistí u 30 % výkrmových prasat deviace rypáku, pozitivní bakteriologický nález lze předpokládat u 50 – 60 % mladých prasat. Nicméně prasata se mohou infikovat i později. Pokud se do silně zamořeného chovu přesune prase ve věku tří měsíců, v krátké době se u něho zjistí progresivní atrofická rinitida.29
Na základě experimentálních infekcí bylo zjištěno, že po intranazální aplikaci toxinu (40 µg/ml) dochází k výrazné atrofii konch. Intraperitoneální (i. p.) aplikace 500 µg toxinu třítýdenním gnotobiotickým selatům vyvolá úhyn do 96 hodin PI. Pitvou se zjistí akutní intoxikace jater a projevy intenzivně probíhající žloutenky. Po inokulaci nižších dávek (125 µg/kg) selata infekci přežijí a za 7 – 10 dní se objeví atrofie konch. Později dochází i ke zkrácení horní čelisti a deviaci rypáku. Pokud sele neuhyne, popsané změny se udržují do 20 týdnů PI, eventuálně i déle.7

Patogeneze
K tomu, aby se uplatnil toxigenní účinek, musí pasteurely kolonizovat nosní sliznici a konchy. Kolonizaci usnadňují poruchy mukociliárního aparátu, k nimž dochází zejména v chovech se špatnou hygienou. Zvýšený obsah prachových částic nebo amoniaku a H2S jsou predispozičními faktory vzniku onemocnění. Zástavu pohybu řasinek (tzv. ciliostázi) může vyvolat působení slabých kyselin, jako je např. 0,01% nebo 0,1% kyselina octová. Bylo prokázáno, že k ciliostázi dochází v okamžiku, kdy pH nosní sliznice poklesne na hodnotu 7,1. Čím kyselejší je mikroprostředí v dutině nosní, tím je ciliostáze výraznější. Kromě nepříznivých zoohygienických faktorů, zejména nedostatečného větrání, se na vzniku ciliostáze význačnou měrou podílí i kolonizace nosní sliznice bordetelami. Suspenze 5 x 108/ml B. bronchiseptica dokáže úplně zastavit pohyb řasinek, a to již za 3 hodiny po intranazální inokulaci. V takovém případě již nedochází k přirozenému mechanickému odstraňování pasteurel z nosní sliznice. Patogenní působení toxigenních kmenů se pak může uplatnit i v celé své šíři.30
Dermonekrotický toxin (DNT) vyvolá progresivní a ireverzibilní změny ventrální, dorzální i ethmoidální konchy. Zpočátku se jedná o hypoplazii epitelu, atrofii slizničních žlázek, rozšíření krevních cév, osteolýzu a proliferaci mezenchymálních buněk. Ty postupně nahrazují osteogenní i osteoklastickou tkáň.7 Dochází nejen k poruše dozrávání osteoblastů, ale i k následné osteolýze s postupným nahrazováním kostí fibroblastickou tkání. Současně lze prokázat nejen stále se prohlubující deviaci nosní přepážky, ale i poruchy dalších nosních kostí, které vedou k výraznému a nevratnému zkracování horní čelisti. Rypák prasete získává „buldočí vzhled“31. Působení dermonekrotického toxinu na kostní tkáň je možno sledovat též in vitro. Stimulace resorpce kostní tkáně se projevuje vyplavováním vápníku a lyzozomálního enzymu beta-glukoronidázy. Uvedený resorpční účinek je inhibován kalcitoninem a částečně je potlačován i inhibitory prostaglandinové syntézy.32

Klinické příznaky
s projevy kýchání, frkání a sípání, které se zjišťují již u 14denních selat, bývají doprovodnými znaky akutní katarální rinitidy. Ta mívá nejrůznější etiologii, tj. od cytomegalovirů, přes virus chřipky nebo viru PRRS až k běžným bakteriálním infekcím nosní sliznice, případně postižením celého respiračního traktu. Pokud se jedná např. o nekomplikované bordetelové rinitidy, ty obvykle odezní během třech týdnů. Situace se výrazně mění při infekcích toxinogenními kmeny P. multocida. Rinitidy získávají protrahovaný až chronický průběh, při kterém se klinické příznaky manifestují u 4 až 12týdenních prasat.
V nosních dutinách přibývá hlenu a brzy dochází k sérozním, později mukózním až mukopurulentním nebo hemoragicko-purulentním výtokům z nosních otvorů. Chronické procesy jsou doprovázany záněty spojivek. Tmavě až černě zbarvené nálepy pod vnitřními koutky očí svědčí o zmožení výpotků a častém slzení. Brzy se přidávají i záchvaty kašle. U těžších průběhů, při kterých bývá kašel a kýchání častější a intenzivnější, se obvykle zjišťuje i krvácení z nosu. Bývá většinou unilaterální. Jen zřídka kdy dochází ke krvácení z obou nosních dírek. Vlivem oxidačních procesů má krev někdy „narezlou“ barvu. Občas dojde k tak intenzivnímu výtoku krve, že potřísní i kůži dalších, v kotci společně ustájených prasat, nebo zanechá stopy i na stěnách kotců.
Při silném frkání a kýchání se zjišťuje i „výhoz“ hlenohnisavého výpotku nebo i úlomků nosních skořep. Pato-anatomickým podkladem těchto změn bývá těžká atrofie konch. Na kostech ohraničujících nosní, čelní a další dutiny se zpočátku žádné změny nezjišťují. Jakmile však dojde k rozsáhlejším symetricky probíhajícím procesům v obou nosních průduších, objeví se brachygnatie. Protože na rozdíl od zkrácených kostí horní čelisti kůže roste normálně, stává se brzy „nadbytečnou“. Proto se ukládá v příčných řasách při kořeni rypáku. Ke zkrácení horní čelisti v průměru o 8,8 ± 2,5 mm dochází za 45 – 77 dní.6,24
V důsledku brychygnatie se objevují poruchy symetrie skusu, které vedou ke zhoršené konverzi krmiva. Denní přírůstky se snižují, což vede ke zpomalování růstu a následně i k prodlužování doby výkrmu. Pokud probíhají atrofické procesy konch asymetricky, objeví se deviace nosní přepážky na stranu k výraznější atrofii. Deviace nosní přepážky někdy dosahuje až 50 stupňů, což vede k výrazným faciálním distorzím. Občas se zjišťují i změny v čelních dutinách, které se projevují deformacemi tvaru hlavy. Čelo bývá vypuklejší a vzdálenost mezi očima je buď zvětšená, nebo naopak zmenšená. U starších prasat pak hlava připomíná svým tvarem hlavu malých selat. Při velmi raných procesech se změny objeví již u třítýdenních až čtyřtýdenních selat. Při těžkém průběhu může infekce přestoupit i přes lamina cribriformis a vyvolat zánět mozku. Ojediněle dochází i k zánětům středního ucha. U selat a mladých prasat, která v důsledku intenzivních změn nakonec uhynou, se objevuje i horečka.6

Patoanatomické změny
Patomorfologicky se zjišťují změny především v dutině nosní, případně na horní čelisti nebo dalších hlavových kostech. Při těžkém průběhu (zejména u selat a mladých prasat) se v důsledku onemocnění objevuje v chovu velký počet zakrslíků. Patomorfologické vyšetření poskytuje velmi spolehlivou informaci nejen o prevalenci nákazy v chovu, ale i o intenzitě jejího průběhu. Dominantním znakem bývá poškození nosních konch, které se posuzuje na příčných řezech rypáku v úrovni prvního a druhého premoláru horní čelisti, tj. mezi sedmým až devátým patrovým stupněm (rugae palati), zjednodušeně řečeno v úrovni ústních koutků. Počáteční změny se objevují na ventrální části a později na dorzální části ventrálních konch. Teprve potom postihují ventrální část dorzální konchy. V nejtěžších případech jsou postiženy ventrální i dorzální části všech čtyř konch a dále i koncha ethmoidální. Stupeň poškození nosních skořep zahrnuje širokou škálu změn, tzn. od sotva patrných náznaků atrofie až k úplné ztrátě tkáně všech konch. Někdy dochází k atrofii jednotlivých částí spirálních zákrutů skořep tak, že se zbytky konch formují do tvarů připomínajících písmeno S, nebo nakonec zůstávají na místě skořep jen jejich nepatrné zbytky při okraji průduchů. Konečným stadiem celého procesu jsou prázdné zející otvory.34 Pokud dojde k deviaci nosní přepážky, je v počátečních fázích zřetelnější v distální části. Buď může dojít jen k nepatrnému odklonu od svislé osy, nebo k úplnému vybočení. Jindy je nosní přepážka v jednotlivých úsecích zbytnělá nebo různě esovitě zprohýbaná. Často dochází k výraznému zkrácení horní čelisti, k deformacím kostí ohraničujících nosní dutinu nebo vytvářejících horní čelist. Uvedené kosti mohou být zduřelé, nebo naopak ztenčené či jinak deformované. Dochází k hyperplaziím a hyperostózám.34,35 Výrazné zkrácení horní čelisti a vybočení nosní přepážky je možno detekovat již za 3 – 4 týdny PI. K bilaterální atrofii konch může docházet v závislosti na velikosti inokula již za 7 – 10 dní. Ventrální skořepy se zmenšují, až dosahují pouze 1/3 původní hmotnosti. Pokud se provede na odříznuté distální části nosu podélný řez (nejlépe v místě odpovídajícímu hornímu patru), je možno posoudit i stav sliznice a charakter výpotku, což má význam zejména u mírných změn.
I když existuje řada bodovacích systémů hodnotících stupeň atrofie, hranice mezi fyziologickým utvářením a první fází atrofických změn konch bývá jen těžko rozeznatelná.36,37 Přítomnost exsudátu v dutině nosní není konstantním nálezem. Pokud je zmnožený , má hlenohnisavý až hnisavý charakter, s malým či větším obsahem krve. Zánětlivě změněná může být i sliznice čelního sinu. U těžce nemocných selat, u nichž dochází ke smíšeným infekcím toxigenních kmenů B. bronchiseptica a P. multocida, může onemocnění končit fatálně. Selata zpravidla uhynou kolem 21. dne PI. Pokud se dožijí 60 – 70 dnů PI, na místě skořep jsou prázdné zející otvory a dorzální povrch kostí skořep je úplně plochý.

Patohistologické změny
jsou charakterizovány postupným nahrazováním kostí skořep fibrinózní tkání.37 Obvykle současně dochází i k zánětlivým změnám na úrovni lamina propria a k metaplazii respiračního epitelu. V podstatě se jedná o kombinaci degenerativních, zánětlivých, dystrofických, osteolytických a regeneračních procesů. Změny postihují především jádra buněk a jsou charakterizovány hypoplazií mezenchymálních buněk. Fibrózní tkáň postupně nahrazuje kostní trámčinu, osteoblasty i osteoklastickou tkáň.
Pokud se provede experimentální infekce intraperitoneální aplikací 500 µg dermonekrotického toxinu, selata do 96 hodin PI uhynou. Patohistologicky se prokáže intoxikace jater, doprovázená žloutenkou. Inokulaci 250 µg DTN/2 kg ž. hm. selata přežijí, ale přestanou přijímat krmivo. Jsou apatická a vykazují příznaky žloutenky. Na očních víčkách se zjišťují edémy. Ve tkáni jater a na močovém aparátu se prokáží hyperplastické a degenerativní změny. V játrech se objevují nekrotické procesy, hromadění žlučových pigmentů a hyperplazie hepatocytů. Tkáň ledvin postihuje hydronefróza. Degenerativní změny renálních tubulů doprovází hyperplazie buněk přechodného epitelu sliznice močového měchýře a močovodů. Subkutánní, intramuskulární nebo intravenózní aplikace dermonekrotického toxinu vyvolává u selat atrofii konch. Ale změny v močovém aparátu a v jaterní tkáni bývají daleko mírnější. Pokud se na DNT působí teplem (30 minut při 56 0C), inaktivuje se a po experimentální infekci nevyvolává žádné patomorfologické ani patohistologické změny.7

Literatura:
1. De Jong M. F., Nielsen J. P. Definition of progressive atrophic rhinitis. Vet Rec 1990;126:3.
2. Fegan N., Blackall P. J., Pahoff J. L. Phenotypic characterisation of Pasteurella multocida isolates from Australian poultry. Vet Microbiol 1995;47:281-286.
3. Blackall P. J., Pahoff J. L., Bowles R. Phenotypic characterisation of Pasteurella multocida isolates from Australian pigs. Vet Microbiol 1997;57:855-360.
4. Ilina Z. M., Zasuchin M. I. Sbornik naučnych Rabot, Sibirskij Naučno-isledovatelskij Veterinarnyj Institut, Omsk 1975;25:76-84.
5. De Jong M. F., Oei H. L., Tetenburg G. J. AR pathogenicity test for Pasteurella multocida isolates. Proc Int Congr Pig Vet Soc 1980;6:211.
6. Rutter J. M., Rojas X. Atrophic rhinitis in gnotobiotic piglets: Diferences in pathogenicity of Pasteurella multocida in combined infections with Bordetella bronchiseptica. Vet Rec 1982;110:531-535.
7. Rutter J. M., Mackenzie A. Pathogenesis of atrophic rhinitis in pigs. A new perspective. Vet Rec 1984;114:89-90.
8. Rutter J. M., Luther P. D. Cell culture assay for toxigenic Pasteurella multocida from atrophic rhinitis of pigs. Vet Rec 1984;114:393-396.
9. Peterson S. K., Foged N. T. Cloning and expression of Pasteurella multocida toxin gene, tox A, in Escherichia coli. Inf Immun 1989;57:3907-3913.
10. Djordjevic S. P., Eamens G. J., Ha H., Walker M. J., Chin J. C. Demonstration that Australian Pasteurella multocida isolates from sporadic outbreaks of porcine pneumonia are non-toxigenic (tox A-) and display heterogenous DNA restriction endonuclease profiles compared with toxigenic isolates from herds with progressive atrophic rhinitis. J Med Microbiol 1998;47:679-688.
11. Dali C., Foged N. T., Frandsen P. L., Nielsen M. H., Elling F. Ultrastructural localization of the Pasteurella multocida toxin in a toxin-producing strain. J Gen Microbiol 1991;137:1067-1071.
12. Peterson S. K., Foged N. T., Bording A. et al. Recombinant derivatives of Pasteurella multocida toxin: candidates for a vaccine against progressive atrophic rhinitis. Inf Immun 1991;59:1387-1893.
13. Lee K. K., Cho G. J., Kim B. H. Purification of Pasteurella multocida toxin by using monoclonal antibody. Melbourne; 16th IPVS Congress, 2000:514.
14. Frymus T., Lešniewski S. F., Žurawski A. Possible sources of Progressive Atrophic Rhinitis: Toxigenic Pasteurella strains in species other than pig. Bologna; 14th IPVS Congress, 1996:247.
15. Donnio P. Y., Avril J. L., Andre P. M., Vacuel J. Dermonecrotic toxin production by strains of Pasteurella multocida isolated from man. J Med Microbiol 1991;34:333-337.
16. Nielsen J. P., Frederiksen W. Atrophic rhinitis Pasteurella in pig caused by a human isolate of toxigenic Pasteurella multocida. Proc Int Congr Pig Vet Soc 1990;11:75.
17. Lešniewski S. F., Frymus T., Bielecki W. Atrophic rhinitis – Pasteurella multocida in species other than swine, experimental studies in sheep. Bologna; 14th IPVS Congress 1996:248.
18. Baalsrud K. J. Atrophic rhinitis in goats in Norway. Vet Rec 1987;121:350-353.
19. Nielsen J. P., Frederiksen W. Atrophic rhinitis in pigs caused by human isolate of toxigenic Pasteurella multocida. Proc Int Congr Vet Soc 1990;11:75.
20. Nielsen N. C., Bisgaard M. P., Pedersen K. B. Occurrence of toxin producing strains of Pasteurella multocida in different mammalian and avian species. Proc Int Congr Pig Vet Soc 1986;9:232.
21. De Jong M. F. Progressive and Nonprogressive Atrophic Rhinitis. In: Diseases of swine. 8th ed. Straw B. E., D´Allaire S., Mengeling W. L., Taylor D. J. Ames Iowa; Iowa state Univ. Press, 1999:355-384.
22. Bäckström L., Hoefling D., Morkoe A., Vinson R., Smith A. R. Atrophic rhinitis in swine I.: clinical signs, slaughter lesions, daily weight gain, disease trasmission. Proc Int Pig Vet Soc Congr Mexico City 1982:102.
23. Cowart R. P., Bäckström L., Brim T. A. Pasteurella multocida and Bordetella bronchiseptica in Atrophic Rhinitis and Pneumonia in Swine. Can J Vet Res 1989;53:295-300.
24. Rutter J. M., Taylor R. J., Crighton W. G., Robertson J. B., Benson J. A. Epidemiological study of Pasteurella multocida and Bordetella bronchiseptica in atrophic rhinitis. Vet Rec 1984;115:615-619.
25. Nielson N. C. Prevalence and economic significance of atrophic rhinitis. In: Atrophic Rhinitis of Pigs Ed. Pedersen K. B., Nielsen N. C. Comm Eur Communities Rep EUR, Luxembourg 1983:35.
26. Goodwin R. F. W., Chanter N., Rutter J. M. Detection and distribution of toxigenic Pasteurella multocida in pig herds with different degrees of atrophic rhinitis. Vet Rec 1990;126:452-456.
27. Hamilton T. D. C., Roe J. M., Webster A. J. F. The synergistic role of gaseous ammonia in the aetiology of Pasteurella multocida – induced Atrophic rhinitis in Pigs. Birmingham; 15th IPVS Congress, 1998;2:144.
28. Wallgren P., Mattsson S., Rabe J. et al. Age distribution of pigs carrying toxin – producing Pasteurella multocida in herds affected with Atrophic rhinitis. Bangkok; 13th IPVS Congress 1994:122.
29. De Jong M. F., Wellenberg G., Schaake J., Frik K. Selection of pig breeding herds free from atrophic rhinitis by means of a bacteriological screening of pigs on DNT producing Pasteurella multocida: A field evaluation from 1981 until 1987. Proc Int Congr Pig Vet Soc 1987;10:49.
30. Nielsen J. P., Rosendal S. Ciliostasis in the pathogenesis of Progressive atrophic rhinitis. Bangkok; 13th IPVS Congress 1994:119.
31. Martineau – Doize B., Frantz J. C., Martineau G. P. Cartilage and bone lesions: An explanation of the severity of conchal atrophy induced by Pasteurella multocida type D dermonecrotic toxin. Proc Int Congr Vet Soc 1990;16:68.
32. Felix R., Fleisch H., Frandsen P. L. Effect of Pasteurella multocida toxin on bone resorption in vitro. Infect Imun 1992;60:4984–4988.
33. Wabacha J. K., Maribei J. M., Thaiya A. G. et al. Progressive atrophic rhinitis in a medium-scale pig farm in Kiambu, Kenya. J S Afr Vet Assoc 2000;71:122–124.
34. Done J. T. Porcine atrophic rhinitis – An update. Vet Annu 1985;25:180–191.
35. Done J. T. Facial deformity in pigs. Vet Annu 1977;17:96.
36. Done J. T. Atrophic Rhinitis: Pathomorphological diagnosis. In: Atrophic Rhinitis of Pigs. Ed Pedersen K. B., Nielsen N. C. Comm Eur Communities Rep EUR 8643 EN. Luxembourg 1983a:3.
37. Jolie R., De Roose P., Tuyttens N. Diagnosis of atrophic rhinitis by computerized tomography: A preliminary report Vet Rec 1990;126:591–584.

Adresa autora:
Doc. MVDr. Vladimír Dubanský, CSc.
Klinika chorob prasat FVL VFU Brno
Palackého 1 – 3
612 42 Brno

Kompletní text včetně obrazového materiálu naleznete ve Veterinářství 2002;52:81-86.

Napsat komentář

Vaše emailová adresa nebude zveřejněna. Vyžadované informace jsou označeny *