V. Dubanský, J. Drábek
Veterinární a farmaceutická univerzita Brno
Veterinářsrtví 2003;53:430-438
V práci jsou přehledně shrnuty nové poznatky týkající se syndromu multisystémového chřadnutí selat po odstavu ze všech přednášek a posterů (včetně „workshopů“) z nedávného sympózia (29. 6. – 2. 7. 2003) konaného v Římě pod názvem 4th International Symposium on Emerging and Re-emerging Pig Diseases.
Syndrom multisystémového chřadnutí selat po odstavu („Post-Weaning Multisystemic Wasting Syndrome – PMWS“) je onemocnění pěti- až dvanácti týdenních selat. Projevuje se intenzivním hubnutím, respiračními poruchami a žloutenkou. Patologický nález je charakterizován intersticiální pneumonií, zvětšením mízních uzlin, hepatitidou a nefritidou.1,2
Etiologickým agens jsou cirkoviry. První prasečí cirkovirus (PCV-1) byl detekován jako kontaminant TK-liniových buněk PK-15 připravených z kory ledvin prasat.3 Specifické protilátky vůči tomuto cirkoviru byly prokázány u prasat v mnoha zemích světa (např. v Německu v roce 1982, Kanadě 1989, UK a Severním Irsku 1994).4 Vzhledem k tomu, že experimentální infekce izolovanými kmeny virů nevyvolaly u prasat žádné onemocnění, je tento typ cirkovirů považován za nepatogenní.5
Syndrom multisystémového chřadnutí selat po odstavu (PMWS) byl detekován v Kanadě jako nové onemocnění prasat v roce 1991.6,7 Později bylo zjištěno, že obdobné příznaky se vyskytují i u prasat v USA (1996), Francii (1997), Španělsku (1997) a Severním Irsku (1998). V současné době byl tento průběh onemocnění (tj. PMWS) popsán s výjimkou Belgie, Švédska a Norska téměř ve všech zemích světa včetně České republiky.
Cirkovirus izolovaný z PMWS nemocných prasat je považován za patogenní.8,9 Ke snadnějšímu odlišení obou cirkovirů bylo v roce 199810 navrženo následující označení:
Nepatogenní cirkovirus izolovaný z TK představuje prasečí cirkovirus typu 1 (PCV-1).
Patogenní cirkovirus izolovaný se subklinického i klinického průběhu onemocnění (tj. PMWS) představuje prasečí cirkovirus typu 2 (PCV-2).
Na základě retrospektivních studií:
- archivovaných krevních sér jatečných prasat odebíraných v letech 1985 až 1997 ve Španělsku,11 v letech 1985, 1989 a 1997 v Kanadě,12 v Irsku13 a v Belgii14
- skladovaných vzorků odebraných původně k detekci viru PRRS 15, 16
bylo prokázáno, že se nejedná o nový virus, protože specifické anti-PCV2 protilátky kolovaly v kanadské populaci prasat nejméně 10 let před prvním známým výskytem PMWS, ani o nové onemocnění, protože v 50 % vzorků odebraných v letech 1990 – 1994 k průkazu viru PRRS byl zpětně izolován i patogenní cirkovirus PCV2 a obdobné klinické příznaky jako při PMWS byly ve Španělsku zjištěny již v roce 1985.
Dá se proto předpokládat:
• PMWS onemocnění bylo v chovech prasat značně rozšířeno již dříve (tj. před rokem 1991), ale bylo nesprávně diagnostikováno;
• PCV2 virus byl (a v mnoha případech dosud je) v rovnováze s obranými imunitními reakcemi prasat, a proto se převážně jednalo o stabilizovanou subklinicky probíhající perzistentní infekci chovů prasat se sporadickým výskytem onemocnění.
Zbývá však vysvětlit, proč se v posledních pěti - šesti letech tento sporadický průběh změnil na epizootické onemocnění, které na celém světě vyvolává těžké ekonomické ztráty.17
O rychlosti šíření PMWS svědčí zprávy například z Dánska a z Nizozemska. V roce 2000 byla infekce PMWS detekována ve dvou dánských chovech prasat. V únoru 2003 bylo zjištěno v Dánsku více než 100 zamořených chovů. V roce 2000 bylo v Nizozemsku infikováno přibližně 15 % chovů. V roce 2002 byl v Nizozemsku PMWS detekován již v 50 % všech chovů.
Na základě úplné analýzy sekvence nukleotidů bylo zjištěno, že na celém světě v podstatě existují dva základní genotypy PCV2 virů. V závislosti na geografické oblasti se pak zjišťují již jen nepatrné lokální odchylky. Otevřený čtecí rám 1 (ORF1) kódující virovou replikázu je relativně stálý. Naproti tomu ORF2 kódující kapsidové proteiny je značně variabilní. Odchylky nukleotidových sekvencí v ORF2 však neznamenají, že se jedná o kmeny s rozdílnou virulencí.
Genové sekvence PCV2 virů izolované v USA jsou velmi podobné. V Kanadě se již zjišťuje více odlišností a kmeny izolované ve Francii se od všech ostatních PCV2 virů značně liší. Další odchylky byly zjištěny u kmenů izolovaných na Tchai-wanu.18
Na základě srovnání 453 bp nukleotidových sekvencí ORF2 PCV2 izolátů z celého světa je možno rozdělit všechny porcinní cirkoviry typu 2 do dvou klonů („clusters“) označovaných jako subtyp PCV2b a PCV2a. Pomocí podobnosti jednotlivých „větví“ („branches“) zjišťovaných lokálně v určitých geografických oblastech byl sestaven „fylogenetický strom“ (viz schéma). Umožňuje epizootické studie šíření viru a zároveň naznačuje genetické odlišnosti v ORF2 PCV2 kmenů v jednotlivých oblastech světa.
Subtyp PCV-2b: Homologie sekvencí ORF2 kmenů izolovaných ve Slovinsku (SLO), Chorvatsku (CHOR) a Jugoslávii (Yu) dosahuje 99,5 %. Tyto kmeny jsou geneticky úzce příbuzné s kmeny PCV-2 virů izolovaných v Nizozemsku (NETH), Francii (FRA), v Číně (CHI) a s většinou kmenů izolovaných v Řecku. Všechny patří k subtypu PCV-2b.
Nový subtyp PCV-2a: Zahrnuje kmeny izolované v Kanadě (CAN 1 - 6), Německu (GER 1 - 2), Španělsku (SPA 1 - 2) a na Tchai-wanu (TAI). K tomuto subtypu (PCV-2a) patří kmeny izolované v USA, Jižní Koreji a malá část PCV2 kmenů izolovaných v Řecku.
Sekvence nukleotidů genomu PCV-1 vykazuje pouze 68 – 76 % homologií s kmeny PCV-2.
U kmenů PCV-2 izolovaných v České republice nebylo přesnější zařazení k subtypu zatím publikováno. Zařadit schéma
Většina současných znalostí o interakci viru PCV-2 s imunitními mechanismy prasat byla získána na základě experimentálních infekcí gnotobiotických i konvenčně odchovávaných selat. V první fází výzkumu se předpokládalo, že:
- infekce konvenčně odchovávaných selat provedená samostatným virem PCV-2 vyvolává jen subklinickou formu onemocnění s mírnými histopatologickými změnami;20, 21
- koinfekce PCV-2 a parvovirem prasat (PPV) nebo koinfekce PCV-2 a virem PRRS potencuje pomnožení a distribuci PCV-2 v organismu selat a vyvolává klinickou formu onemocnění s těžkými histopatologickými změnami.22, 23
Při experimentálních infekcích gnotobiotických selat byla prokázána obdobná situace. Samostatná infekce PCV-2 vyvolávala subklinickou formu onemocnění, zatímco po koinfekci virů PCV-2 + PPV došlo k těžkému manifestnímu průběhu onemocnění.24
V současné době bylo prokázáno, že:
- i samostatná infekce gnotobiotických selat virem PCV-2 vede k těžkému klinickému onemocnění. Rozhodující vliv na vznik klinických příznaků má současně provedená imunostimulace selat vakcinací (např. hemocyanin v inkompletním Freundově adjuvans) nebo jinými specifickými, ale i nespecifickými imunostimulátory. Z nich je možno uvést časnou imunizaci proti mykoplazmové pneumonii prasat,54 imunizaci třítýdenních selat živou atenuovanou vakcínou (obsahující americký kmen viru PRRS), kdy došlo ke vzniku syndromu abortů a úhynů prasnic („atypická PRRS“). Tento úhyn prasnic i kanců byl způsoben nekrotickým zánětem jater vyvolaným cirkovirem typu 2.36,37 Pokud se imunostimulace u gnotobiotických selat neprovede, místo těžce probíhajícího onemocnění vzniká pouze mírná subklinická infekce.25 Tyto poznatky je nutno dále ověřovat, protože existují i jiné názory na patogenezi klinického průběhu PMWS, které jsou protichůdné;
- pokud se samostatná infekce PCV-2 provede u SPF séronegativních selat ve věku tří týdnů, lze rovněž vyvolat těžké (a často i fatální) onemocnění, a to dokonce i bez současně prováděné imunostimulace;26
- těžký klinický průběh PMWS po samostatné infekci PCV-2 virem se v nedávné době podařilo vyvolat i dalším autorům;27, 28
Rozdílné výsledky experimentálních infekcí patrně spočívají v použití:
- různých kmenů PCV2 izolovaných v odlišných geografických oblastech,
- odlišných typů inokulátů (např. homogenáty infikovaných tkání z nemocných selat, nebo viry izolované z infikovaných TK s rozdílným počtem pasáží),
- odlišného množství inokula s rozdílným titrem viru PCV2,
- různých typů selat (gnotobiotická, bezkolostrální, bezkolostrální získaná císařským řezem, konvenčně odchovávaná) a různého věku (jednodenní, několikadenní, třítýdenní, pětitýdenní, sající i odstavená),
- rozdílného způsobu inokulace (intranazální, intramuskulární, intrahepatální).
Přesto ze všech experimentálních infekcí vyplývá, že mnohem snadněji lze vyvolat těžký klinický průběh PMWS koinfekcí viru PCV-2 s virem parvovirózy prasat (PPV) nebo viru PCV-2 a viru PRRS.
Mechanismus synergie koinfekcí viry (PPV + PCV-2, nebo PRRS + PCV-2) není přesně znám. Virus parvovirózy prasat (PPV) nevyvolává postnatální úhyny selat nebo mladých prasat a dokonce není ani příčinou onemocnění novorozených selat. Rovněž virus PRRS po experimentální infekci selat vyvolává pouze poruchy respiračního aparátu doprovázené horečkou, ale k úhynu selat po samostatné infekci virem PRRS nikdy nedochází. Nicméně všechny tři typy virů (PCV-2, PPV i PRRSV) aktivují buňky monocytárně-makrofágo-dendritického systému. Navíc se viry PPV i PRRS (stejně jako viry afrického a klasického moru prasat) v imunocytech množí, což samo o sobě vede k funkčním poruchám nebo i zániku jmenovaných buněk imunitního systému. Virus PCV-2 se však v monocytech, makrofázích ani dendritických buňkách nemnoží. Virové partikule PCV-2 se prokáží pouze v jejich cytoplazmě, kde se (podobně jako v mononukleárních buňkách periferní krve – PBMC) akumulují a dlouhodobě perzistují. Tato skutečnost svědčí o tom, že fagocytárními procesy se virus PCV-2 neničí, protože proces zneškodňování viru ve fagozómech monocytů a makrofágů je poškozen. Imunitní buňky pak roznášejí PCV-2 viry do celého organismu. Virus PCV-2 se tak stává intracelulárním parazitem, a proto snadněji uniká účinku obranných mechanismů infikovaného prasete.
Koinfekce (PCV-2 + PPV nebo PCV-2 + PRRSV) tedy vedou k poruchám imunitních procesů v infikovaném organismu. Důsledkem je mnohem intenzivnější replikace PCV-2 viru a přeměna subklinické infekce na intenzivní a někdy i fatální průběh PMWS. Mortalita může dosahovat 5 – 35 %, v Chorvatsku až 53,5 %.29, 30
Koinfekce PPV + PCV-2 byly prokázány v kanadských i korejských chovech prasat.31 Ale simultánní infekce prasat viry PCV-2 a PRRSV jsou mnohem častější. V oblasti západní Kanady byly zjištěny ve 20 % chovů, ve Španělsku ve 48 % a v USA dokonce v 60 % infikovaných chovů.
PMWS je však možno vyvolat i samostatnou infekcí virem PCV-2 a naplnit tak jeden z klasických Kochových postulátů (jedno onemocnění = jedno etiologické agens). V současné době ve veterinární (i v humánní) medicíně však naopak platí, že na vzniku řady infekčních onemocnění se podílí dva i více etiologických agens. Svědčí o tom:
1. Multisystémové chřadnutí selat po odstavu (PMWS) vyvolané virem PCV-2 často v koinfekci s parvovirem prasat (PPV) nebo s virem PRRS.
2. Syndrom dermatitidy a nefropatie prasat („porcine dermatitis and nephropathy syndrome – PDNS“) u něhož alespoň jedním z etiologických agens je PCV-2.32,33 První dokumentovaný průkaz uvedeného onemocnění v České republice pochází z roku 2000 – viz foto 1 – 4. Zařadit obr. 1 - 4
3. Poruchy reprodukce prasnic a prasniček, na kterých se podílí vedle virů PRRS i virus PPV nebo PCV-2.34,35
4. Syndrom abortů a úhynů prasnic („sow abortion mortality syndrome – SAMS“) známý rovněž pod jménem „atypická forma PRRS“.36,37
5. Chronicky probíhající komplex respiračních onemocnění prasat (PRDC38).
6. Těžká průjmová onemocnění u odstavených selat a tříměsíčních prasat vyvolaná infekcí PCV-2 a Cryptosporidium parvum.39
7. Exudativní dermatitida u SPF selat vyvolaná Staphylococcus hyicus a PCV-2.40
8. Proliferativní a nekrotická pneumonie (PNP) odstavených selat vznikající po infekci virem PRRS a PCV-2. Tato kombinace se zjišťuje v chovech prasat v 62 % případů a v Německu dokonce v 85,4 % případů. Virus chřipky prasat (SIV) se u PNP prokáže pouze ve 2 % případů.41
9. Kongenitální tremory selat (CTs) vznikají po infekci PCV-2 v amerických chovech jen u selat s deficientními myelinovými obaly nervů nebo s abnormálním složením myelinu.42 Vyšetřením jedinců s kongenitálními tremory pocházejících z evropských chovů prasat (Španělsko, UK, Irsko a Švédsko) se podíl PCV-2 ani PCV-1 u postižených selat neprokázal.43
Patologicko-anatomické změny
Neobvykle rozsáhlý rejstřík klinických poruch, na kterých se PCV-2 podílí, vzniká v důsledku imunodeficience. Těžké poruchy obranných mechanismů u PCV-2 infikovaných prasat vyplývají ze změn ve všech lymfoidních tkáních, tzn. v mízních uzlinách, tonzilách, thymu, Peyerových placích a slezině. Jsou charakterizovány různým stupněm deplece lymfocytů v lymfoidních folikulech i parafolikulárních zónách. Bývají doprovázeny multifokální až difuzní infiltrací lymfoidní tkáně obrovskými (syncytiálními) mnohojadernými buňkami.44
V celém lymfoidním systému pak dochází ke snížení nebo úplnému vymizení B- a T-lymfocytů, ke zvýšení počtu subkapsulárních i peritrabekulárních makrofágů, k částečné ztrátě a redistribuci buněk prezentujících antigen. Popsané změny jsou v úzké korelaci s titry virů PCV-2 v lymfoidních tkáních.45
Změny v periferní krvi 46, 47, 48 jsou charakterizovány:
- Leukopenií, na níž se podílí zejména pokles B- a T- lymfocytů (tzn. lymfopenie) při zvýšeném počtu monocytů a neutrofilních granulocytů. U zdravých deseti- až dvanáctitýdenních selat podíl lymfocytů k neutrofilním granulocytům (L : NG) dosahuje hodnot kolem 1,75 %. U PMVS selat je tento podíl výrazně nižší (L : NG = 0,66 %).
- Snižuje se zejména počet T-CD4+ (TH), zatímco počet CD8+ (TCT) nejprve klesá a později se (zejména při mírných infekcích) zase vrací k fyziologickým hodnotám. V takových případech probíhá onemocnění subklinicky.
- Při těžce probíhajících PCV-2 infekcích dochází k poklesu:
hlavně CD3+CD4+CD8+ (tj. paměťových/aktivovaných TH- lymfocytů),
CD3+CD4+CD8- (tj. „naivních/nestimulovaných TH- lymfocytů),
méně CD3+CD4-CD8+ (tj. cytotoxických TCT- lymfocytů,
pak CD3+CD4-CD8low/-γδTCR+ (tj. „nulových“ T-lymfocytů),
CD3+CD4-CD8+ (tj. NK buněk).
Nejvýraznější pokles se zjišťuje u buněk CD21+ nebo (Ig)+/SWC-/SLA Class+ (buňky s povrchovými imunoglobuliny). Ve všech těchto případech se jedná o pokles B- lymfocytů.
Při těžkých infekcích z periferního oběhu postupně vymizí B- i T- lymfocyty (i jejich subpopulace). V takových případech se v plicní tkáni (s výraznou intersticiální pneumonií) i v buňkách střevní sliznice prokáží Pneumocystis carinii, případně spolu s chlamydiemi, pasteurelami (P. multocida) a při septikemickém průběhu i s Haemophillus parasuis. Uvedený nález potvrzuje těžkou imunodeficienci. Spolu s difuzním nekrotickým rozpadem části nebo celých jaterních lalůčků signalizuje brzký úhyn PMWS postiženého selete. Těžký průběh PMWS bývá někdy charakterizován i generalizovaným výskytem edémů (tzn. pulmonární, perirenální, peripankreatický a mezenteriální edém), které jsou doprovázeny celkovou vodnatelností (anasarca), zmnožením tekutiny v tělních dutinách a generalizovanou lymfadenopatií. Nejčastěji bývají zvětšeny mízní uzliny inguinální, mezenteriální, bronchiální a submandibulární. Výrazným patomorfologickým nálezem jsou nekolabované plíce, hepatomegalie a zvětšené ledviny. Často se zjišťují záněty ledvin, pankreatu, myokardu a sliznice střevní.
Klinické příznaky
Uvedené patoanatomické i patohistologické změny se klinicky manifestují respiračními poruchami, zejména namáhavým a zrychleným dýcháním a horečkou. Nemocná selata jsou apatická, rychle ztrácejí kondici a začínají hubnout. Kůže bývá porcelánově bílá, jindy ikterická. Část selat uhyne za 25 - 35 dní PI. Procento mortality selat po odstavu nezávisí na počtu živě narozených selat ve vrhu. Je však nepřímo úměrné titru specifických anti-PCV2 protilátek v krevním séru prasnic v den porodu. Čím nižší titry, tím vyšší mortalita selat.49
Prevalence charakteristických změn u PMWS je následující:
bledost kůže a sliznic v 88,2 % případů,
chřadnutí selat v 92,1 % případů,
vředy žaludeční sliznice v 52,9 % případů,
zvětšené inguinální mízní uzliny v 79,4 % případů,
deplece lymfocytů v lymfoidních tkáních v 79,2 % případů.
Způsob přenosu
V chovech nejčastěji onemocní pěti- až dvanáctitýdenní selata a mladá prasata. Horizontální přenos bývá oro-nazální. Byl však prokázán i vertikální přenos. V důsledku viremie u prasniček a prasnic se intrauterinně nakazí i rozvíjející se plody. Prasničky na prvním vrhu se infikují častěji, než prasnice s více vrhy. U gnotobiotických selat získaných císařským řezem je možno detekovat subklinickou infekci průkazem specifických IgM a IgG protilátek nebo přímým průkazem virové DNA. Klinicky onemocní i „divočáci“. Pozitivní sérologické nálezy u divočáků ve Španělsku dosahují 34,6 %, v Belgii 35,6 %. PCV-2 se vylučuje semenem infikovaných kanců v 15,38 % případů. U 50 % těchto kanců se PCV-2 prokáže i v seškrabech z mandlí. V 81,25 % případů se jedná o smíšené infekce virem PCV-2 a PPV.50
Diagnostika
Nejspolehlivější diagnóza syndromu chřadnutí selat po odstavu (PMWS) spočívá ve zjištění intenzivních histologických změn v lymfoidní tkáni při simultánním průkazu zvýšené koncentrace viru PCV-2. Zvýšená koncentrace viru se prokáže:
- Imunohistochemicky (IHC) pomocí detekce specifického antigenu.
- In situ hybridizací (ISH) zjištěním výskytu specifické DNA.
- Nejlépe však kvantitativní PCR (jednoduchá PCR reakce k průkazu PMWS infekce není vhodná, protože PCV-2 virus je ubikvitární).
Pokud se zjistí jen mírné změny v lymfoidní tkáni doprovázené nízkými titry viru PCV-2, může se jednat o subklinickou formu PMWS, počáteční fázi onemocnění nebo rekonvalescentní fázi onemocnění.
Prvním předpokladem pro určení bezchybné diagnózy je správný odběr vzorků. Optimální je předat do laboratoře celé sele (nebo ještě lépe několik selat) s typickými příznaky onemocnění. Pokud se odesílají k vyšetření pouze vzorky tkání, je nejlepší odebrat:
1. lymfoidní orgány, tzn. především tonzily a několik (2 – 3) mízních uzlin,
2. ileum (obsahuje Peyerovy plaky),
3. slezinu,
4. k izolaci virů je možno použít též parenchymatózních orgánů (např. plic, jater nebo sleziny), ale k potvrzení diagnózy PMWS tyto tkáně nejsou dostatečně specifické.
Sérologický průkaz specifických protilátek (např. imunoperoxidázovým monolayerovým esejem – IPMA, nebo ELISA testem) může být zavádějící. Pozitivní výsledky mohou být prokázány i v chovech, ve kterých momentálně k PMWS infekci nedochází.51
Průkaz PCV-2 pomocí imunohistochemického vyšetření (IHC) a in situ hybridizace (ISH) je považován za tzv. „zlatý standard“. Hlavní nevýhodou je skutečnost, že obě tyto metody lze použít až postmortálně.
Nejvýhodnější jsou metody, které umožňují nejen vyšetření in vivo, ale zároveň i kvantitativní určení titru viru v klinických vzorcích (tzn. v krevním séru, nosních výtěrech, výkalech a v moči). Takovou metodou je kvantitativní PCR označovaná jako Real-time PCR nebo též TaqMan PCR. Ve srovnání s klasickými („single“ nebo „nested“ PCR) poskytuje řadu výhod:
1. Používá se pouze jediný pár primérů.
2. Systém vyšetření je „uzavřený“ a nevyžaduje (narozdíl od „nested PCR“) žádnou manipulaci s vyšetřovanými vzorky. Možnost laboratorní kontaminace je proto minimální.
3. Vyšetření trvá kratší dobu (výsledek je znám za 4 hodiny). Zdravotní rizika jsou zanedbatelná, protože odpadá vizualizace potenciálně karcinogenním ethium bromidem.
4. Amplifikace s využitím mikrotitračních plastikových 96důlkových destiček umožňuje automatizovat celý postup (podobně jako při ELISA testu), což usnadňuje vyšetření.
5. Hlavní výhodou Real-time PCR je možnost kvantitativního stanovení množství viru ve vyšetřovaném vzorku.
6. Tato skutečnost má rozhodující význam pro vyšetření PMWS. PCV-2 je ubikvitární a subklinické infekce jsou zcela běžné. Proto průkaz PCV-2 viru pomocí PCR, který nedokáže detekovat množství viru se k diagnostice PMWS vůbec nehodí.
7. Real.time-PCR (TagMan) s použitím PCV-2 nukleokapsidových primérů genu ORF2 – umožňuje provádět vyšetření za stálých univerzálních podmínek. Je vysoce citlivá. Detekční limit odpovídá 100 kopiím/µl klonovaného PCV-2 genomu při ředění 10-9 čisté PCV-2 kultury (tj. 104,4 TCID50/ml). Dále je tato metoda vysoce specifická. Při vyšetření vzorků za přítomnosti „cizí“ DNA nedochází k falešně pozitivním výsledkům, ani se nesnižuje citlivost reakce.
8. Pomocí TagMan PCR bylo prokázáno, že existuje přímá souvislost mezi viremií a vylučováním PCV-2 viru ve výkalech prasat.52
Závěr
Při hodnocení PMWS je třeba vycházet z následujících poznatků:
1. PCV-2 virus je ubikvitární v chovech prasat na celém světě.
2. Zatím není jasné, zda existují v chovech prasat kmeny PCV-2 viru s rozdílnou virulencí.
3. Významným faktorem je rozdílný stupeň specifické imunity prasat v jednotlivých chovech a s ním související odlišné titry viru v orgánech a tkáních infikovaných selat:
- U subklinicky infikovaných gnotobiotických selat titry viru v cílových orgánech a tkáních nepřesahují 105 infekčních jednotek/gram.
- U těžce probíhajících manifestních onemocnění titry viru přesahují 109 infekčních jednotek/gram a hodnoty virové DNA jsou > 1012/gram tkáně.
- U selat s těžkým fatálním průběhem se pomocí kvantitativní PCR zjišťuje nejvyšší koncentrace viru v inguinálních a mezenteriálních mízních uzlinách (počet kopií PCV-2 templátů na buňku dosahuje v extrémních případech 303480 – 565260) a dále v bronchiálních mezenteriálních uzlinách (počet kopií PCV-2 někdy dosahuje až 2920, nebo mimořádně až 256630). Rovněž PCV-2 DNA v krevním séru je extrémně vysoká. S tím úzce souvisí i nízké titry specifických protilátek v krevním séru těžce nemocných selat (PCV-2 DNA je vyváže).
4. Není vyloučena ani profylaxe PMWS. V současné době53 byly připraveny dvě experimentální vakcíny (DNA a subjednotková). Obě zaručují zatím jen částečný protekční účinek (tzn., že i u očkovaných prasat dochází po čelenži ke zpomalování růstu, ale přírůstky jsou vyšší než u skupiny neočkovaných).
5. Zásadním poznatkem je ověřená pracovní hypotéza, že rozhodující příčinou změny subklinického průběhu PCV-2 infekce na těžce probíhající syndrom chřadnutí selat po odstavu (PMWS) je předčasná stimulace imunitně nevyzrálého obranného systému selat:
Literatura:
1. Allan G. M., McNeilly F., Kenedy S. a kol. Isolation of porcine circovirus-like viruses from piglets with a wasting disease in the United States of America and Europe. J Vet Diagn Invest 1998a;10:3-10.
2. Ellis J. A., Krakowka S., Lairmore M. a kol. Reproduction of lesions of postweaning multisystemic wasting syndrome in gnotobiotic piglets. J Vet Diagn Invest 1999;11:3-14.
3. Tischer I., Rasch R., Tochtermann G. Characterization of papovavirus- and picornavirus-like particles in permanent pig kidney cell lines. Zbl Bakt 1974;226:153-167.
4. Tischer I., Gelderblom H., Vettermann W., Koch M. A. A very small porcine virus with a circular single-stranded DNA. Nature 1982;295:64-66.
5. Tischer I., Mields W., Wolff D., Vagt M., Griem W. Studies on the pathogenicity of porcine circovirus. Arch Virol 1986;91:271-276.
6. Clark E. G. Post-weaning multisystemic wasting syndrome. Proc Am Assoc Swine Pract. 1997:499-501.
7. Harding J. C. Post-weaning multisystemic wasting syndrome PMWS: Preliminary epidemiology and clinical presentation. Proc Am Assoc Swine Pract 1997:503.
8. Le Cann P., Albina E., Madec F., Cariolet R., Jestin A. Piglet wasting disease. Vet Rec 1997;141:660.
9. Allan G. M., Meehan B., Todd D. a kol. Novel porcine circoviruses from pigs with wasting disease syndromes. Vet Rec 1998b;142:467-468.
10. Meehan B. M., McNeilly F., Todd D. a kol. Characterization of novel circovirus DNAs associated with wasting syndromes in pigs. J Gen Virol 1998;79:2171-2172.
11. Rodriguez-Arrioja G. M., Segalés J., Rosell C. et al. Retrospective study on porcine circovirus type 2 infection in pigs from 1985 to 1997 in Spain. J Vet Med B Infect Dis Vet Public Health 2003;50:99-101.
12. Magar R., Müller P., Larochelle R. Retrospective serological survey of antibodies to porcine circovirus type 1 and type 2. canad J Vet Res 2000;64:184-186.
13. Walker I. W., Konoby C. A., Jewhurst V. A. et al. Development and application of competitive enzyme-linked immunosorbent assay for the detection of serum antibodies to porcine circovirus type 2. J Vet Diagn Invest 2000;12:400-405.
14. Mesu A. P., Labarque H. J., Nauwynck H. J., Pensaert M. B. Seroprevalence of porcine circovirus types 1 and 2 in the Belgian pig population. Vet Quater 2000;22:234-236.
15. Ellis J. E., Krakowka S., Allan G., Clark E., Kennedy S. „The Clinical Scope of Virus Infection has Expanded Since 1987“: An Alternative Perspective. Vet Pathol 1999;36:262-265.
16. Bogdan J., O`Connor B., Ahrud M. et al. Association of Porcine Circovirus 2 with Reproductive Failure in Pigs: A retrospective Study 1995-1999. Can Vet J 2001;42:548-550.
17. Krakowka S., Ellis J. A., McNeilly et al. The Pathogenesis of PCV-2-Associated Postweaning Multisystemic wasting Syndrome in Swine. 4th Int Symp Emerg Re-emerg Pig Dis Rome 2003:143-148.
18. Fenaux M., Halbur P. G., Gill M. et al. Genetic Characterization of type 2 porcine circovirus (PCV-2) from pigs with postweaning multisystemic wasting syndrome in different geographic regions of North America and development of a differential PCR-restriction fragment lenght polymorphism assay to detect and differentiate between infection with PCV-1 and PCV-2. J Clin Microbiol 2000;38:2494-2503.
19. Toplak I., Lipej Z., Petrović T. et al. Detection and Phylogeneticv Analysis of Type 2 Porcine Circovirus (PCV-2) from pigs with PMWS in Slovenia, Croatia and Yugoslavia. 4th Int Symp Emerg Re-emerg Pig Dis Rome 2003:172-173.
20. Balasch M., Segalés J., Rosell J. et al. Experimental inoculation of conventional pigs with tissue homogenates from pigs with post-weaning multisystemic wasting syndrom. J Comp Pathol 1999;121:139-148.
21. Magar R., Larochelle R., Thibault S., Lamontagne L. Experimental transmission of porcine circovirus type2 (PCV2) in weaned pigs: a sequential study. J Comp Pathol 2000;123:268-269.
22. Allan G. M., McNeilly F., Ellis J. et al. Experimental inoculation of colostrum deprived piglets with porcine circovirus 2 (PCV2) and porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) potentiates PCV2 replication. Arch Virol 2000;145:2421-2429.
23. Kennedy S., Moffett D., McNeilly F. et al. Reproduction of lesions of postweaning multisystemic wasting syndrome by infection of conventional pigs with porcine circovirus type 2 alone or in combination with porcine parvovirus. J Comp Pathol 2000;122:9-24.
24. Krakowka S., Ellis J. A., Meehan B. et al. Viral wasting syndrome of swine: experimental reproduction of PMWS in gnotobiotic swine by co-infection with porcine circovirus-2 (PCV-2) and porcine parvovirus (PPV). Vet Pathol 2000;37:254-263.
25. Krakowka S., Ellis J. A., McNeilly F. et al. Activation of the immune system is the pivotal event in the production of wasting disease in pigs infected with porcine circovirus-2 (PCV-2). Vet Pathol 2001;38:31-42.
26. Ladekjaer-Nikkelsen A. S., Nielsen J., Stadejek T. et al. Reproduction of postweaning multisystemic wasting syndrome (PMWS) in immunostimulated and non-immunostimulated 3-week-old piglets experimentally infected with porcine circovirus type-2 (PCV2). Vet Microbiol 2002;89:97-114.
27. Harms P. A.0, Sorden S. D., Halbur et al. Experimental reproduction of severe disease in CD/CD pigs concurently infected with type 2 porcine circovirus and porcine reproductive and respiratory syndrome virus. Vet Pathol 2001;38:528-539.
28. Bolin S. R., Stoffregen W. C., Nayar G. P. S., Hamel A. L. Postweaning multisystemic wasting syndrome induced after experimental inoculation of cesarean-derived, colostrum-deprived piglets with type2 porcine circovirus. J Vet Diagn Invest 2001;13:185-194.
29. Gilpin D. F., McCulaugh K., Meehan B. M. et al. In vitro studies on the infection and replication of porcine circovirus type 2 in cells of the porcine immune system. Vet Immun Immupathol 2003;94:149-161.
30. Rovira A., Balasch M., Segalés J. et al. Experimental Inoculation of Conventional Pigs with Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus and Porcine Circovirus 2. J Virol 2002;76:3232-3239.
31. Kim J., Chae Ch. A comparison of the Lymphocyte Subpopulations of Pigs Experimentally Infected with Porcine Circovirus 2 and/or Parvovirus. Vet J 2003;165:325-329.
32. Rosell C., Segalés J., Ramos-Vara J. A. et al. Identification of porcine circovirus in tissues of pigs with porcine dermatitis and nephropathy syndrome. Vet Rec 2000;146:40-43.
33. Gresham A., Allan G., McNeilly F., Kenedy S. Links between post-weaning multisystemic wasting syndrome and porcine dermatitis nephropathy syndrome. Pig J 2001:155-159.
34. O`Connor R., Gavreau H., West K. et al. Multiple porcine circovirus 2-associated abortions and reproductive failure in a multi-swine production unit. Canad Vet J 2001;551-553.
35. Farnham M. W., Choi Y. K., Goyal S. M., Joa H. S. Isolation and characterization of porcine circovirus type 2 from sera of stillborn fetuses. Can J Vet 2003;67:108-113.
36. Halbur P. G., Sorden S. D., Lager K. M. Evaluation of the Pathogenicity of „Atypical PRRS“ virus isolates in Caeserean-Derived-Colostrum Deprived (CDCD) Pigs. 15th IPVS Congress Birmingham 1998;2:136.
37. Lager K. M., Halbur P. G., Mengeling W. L. Evaluation of the pathogenic effects of an „Atypical PRRS“ virus isolate in Pregnant Gilts. 15th IPVS Congress Birmingham 1998;2:137.
38. Harms P. A., Halbur P. G., Sorden S. D. Three cases of porcine respiratory disease complex associated with porcine circovirus type 2, infection. J Swine Health Prod 2002;20:27-30.
39. Nunez A., McNeilly F., Perea A. et al. Coinfection by Cryptosporidium parvum and Porcine Circovirus Type 2 in Weaned Pigs. J Vet Med B 2003;50:5.
40. Wattrang E., McNeilly F., Allan G. M. et al. Exudative epidermitis and porcine circovirus-2 infection in a Swedish SPF herd. Vet Microbiol 2002;86:281-293.
41. Drolet R., Larochochelle R., Morin M., Delisle B., Magar R. Detection Rates of Porcine Reproduction and Respiratory Syndrome Virus, Porcine Circovirus Type 2 and Swine Influenza Virus in Porcine Proliferative and Necrotizing Pneumonia. Vet Pathol 2003;40:143-148.
42. Stevenson G. P., Kiupel M., Mittal S. K. et al. Tissue distribution and genetic typing of porcine circovirus in pigs with naturally occuring congenital tremors. J Vet Diagn Invest 2001;13:57-62.
43. Kennedy S., Segalés J., Rovira A. et al. Absence of evidence of porcine circovirus infection in piglets with congenital tremors. J Vet Diagn 2003;15:151-156.
44. Rosell C., Segalés J., Plana-Durán J. et al. Pathological, Immunohistochemical, and In-situ Hybridization Studies of Natural Cases of Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome (PMWS) in Pigs. J Comp Pathol 1999;120:59-78.
45. Chianini F., Majó N., Segalés J., Domínguez J., Domingo M. Immunohistochemical characterization of PCV2 associate lesions in lymphoid and non-lymphoid tissues of pigs with natural postweaning multisystemic wasting syndrome (PMWS). Vet Immunol Immunopathol 2003;94:63-75.
46. Segalés J., Alonso F., Rosell C. et al. Changes in peripheral blood leucocyte populations in pigs with natural postweaning wasting syndrome (PMWS). Vet Immun Immunopathol 2001;8:37-44.
47. Darwich L., Segalés J., Domingo M., Mateu E. Changes in CD4+, CD8+, CD4+CD8+, and immunoglobulin M- positive peripheral blood mononuclear cells of postweaning multisystemic wasting syndrome-affected pigs and age-matched unifected wasted and healthy pigs correlate with lesions and porcine circovirus type 2 load in lymphoid Tissue. Clin Diagn Lab Immun 2002;9:236-242.
48. Nielsen J., Vincent J. E., Bøtner A. et al. Association of lymphopenia with porcine circovirus type 2 induced postweaning syndrome (PMWS). Vet Immunol Immunopathol 2003;92:97-111.
49. Hassing A. G., Kristensen C. S., Baekbo P. Effect of sow on the mortality of pigs after weaning. 4th Int Symp Emerg Re-emerg Pig Dis Rome 2003:193.
50. Schmoll F., Voglmayr T., Exel B. et al. Detection of porcine circovirus and porcine parvovirus in the boar semen and tonsilar scrapings. 4th Int Symp Emerg Re-emerg Pig Dis Rome 2003:235.
51. Segalés J., Calsamiglia M., Domingo M. How we diagnose Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome. 4th Int Symp Emerg Re-emerg Pig Dis Rome 2003:149-151.
52. Olvera A., Sibila M., Calsamiglia M., Segalés J., Domingo M. Application of a newly development Real time PCR for the quantification of porcine circovirus type 2 in different excretion routes. 4th Int Symp Emerg Re-emerg Pig Dis Rome 2003:234.
53. Blanchard P., Mahé D., Cariolet R. et al. Protection of swine against post-weaning multisystemic syndrome (PMWS) by porcine circovirus type 2 (PCV2) protein. Vaccine 2003 (In press):1-18.
54. Kyriakis C. S., Saulidis K., Lekkas S. et al. The Effects of Immune-modulation on the Clinical and Pathological Expression of Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome. J Comp Med 2002;16:38-46.
Doc. MVDr. Vladimír Dubanský, CSc., Doc. MVDr. Josef Drábek, CSc.,
Veterinární a farmaceutická univerzita Brno
